Taxonomía y sistemática

Egg morphology and oviposition techniques in Pseudosermyle (Phasmatodea: Diapheromeridae)

Ulises López-Mora ^{a, b,} *, Enrique González-Soriano ^a, A. Celeste Martínez-Cervantes ^{a, b}, Jorge Llorente-Bousquets ^c

^a Universidad Nacional Autónoma de México, Instituto de Biología, Departamento de Zoología, Tercer Circuito Universitario s/n, Ciudad Universitaria, Coyoacán, 04510 Ciudad de México, México

^b Universidad Nacional Autónoma de México, Posgrado en Ciencias Biológicas, Instituto de Biología, Departamento de Zoología, Tercer Circuito Universitario s/n, Ciudad Universitaria, Coyoacán, 04510 Ciudad de México, México

^c Universidad Nacional Autónoma de México, Facultad de Ciencias, Departamento de Biología Evolutiva, Museo de Zoología Alfonso L. Herrera, Circuito Exterior s/n, Ciudad Universitaria, Coyoacán, 04510 Ciudad de México, México

* Autor para correspondencia: nxitl00@gmail.com (U. López-Mora)

Recibido: 30 julio 2025; aceptado: 04 octubre 2025

Resumen

Pseudosermyle es el género de insectos palo con mayor riqueza en América del Norte; muestra una distribución desde el sur de los EUA hasta América Central, desafortunadamente ha sido poco estudiado. En el presente trabajo se realiza la primera aproximación en extenso a la morfología del huevo en Pseudosermyle respecto a su microestructura, con el empleo de microscopía electrónica de barrido (MEB), así como el análisis de componentes principales para determinar la utilidad de las medidas estandarizadas que se utilizan en la descripción de huevos, además de su ornamentación. Se encontraron 4 patrones en el huevo de Pseudosermyle, entre los que se incluyen 3 tipos de oviposición: liberación, adheridos al sustrato y formación de ooteca. Esto sugiere que podría tratarse de géneros distintos bajo una posible subtribu. Además, la ornamentación del huevo es lo suficientemente distinta para reconocer diferentes especies. Por lo tanto, se debe analizar la importancia de estos caracteres en la descripción de especies de Pseudosermyle.

Palabras clave: Diapheromerinae; Diapheromerini; Phasmida; MEB; Insectos palo

Abstract 

Pseudosermyle is the genus of stick insects with the greatest diversity in North America, with a range extending from the southern USA to Central America; unfortunately, it has been poorly studied. In this work, we present the first comprehensive analysis of the egg morphology in Pseudosermyle in relation to ultrastructure, using scanning electron microscopy, along with principal component analysis to evaluate the effectiveness of the standardized measurements used in the egg descriptions, as well as the ornamentation. We identified 4 general patterns in Pseudosermyle eggs corresponding to 3 different oviposition techniques: dropping, attaching to substrate and forming oothecae. These patterns suggest the possibility of recognizing different genera within a putative subtribe. Additionally, the ornamentation is sufficiently distinct to differentiate among species. Thus, we emphasize the importance of these characters in the description of species of Pseudosermyle.

Keywords: Diapheromerinae; Diapheromerini; Phasmida; SEM; Stick insects 

Introducción

El orden Phasmatodea comprende organismos denominados insectos palo, hoja o corteza. Por lo general se reconocen por su cuerpo alargado y cilíndrico o deprimido; es menos frecuente encontrar formas más robustas (Bradler y Buckley, 2018). Su coloración varía en distintos matices del castaño al verde, aunque existen algunos con coloraciones aposemáticas (rojo, amarillo o azul). En la etapa adulta ninguno de estos insectos mide menos de 2 cm de longitud (Seiler et al., 2006). Una característica notoria es su cripsis con la vegetación, que en conjunto con comportamientos especializados, como la catalepsia e imitación del balanceo de las hojas y el follaje durante el día (Bradler y Buckley, 2018), les permiten pasar inadvertidos frente a sus depredadores. Sus huevos se asemejan a semillas de las plantas donde habitan (Severin, 1910). 

La ootaxonomía de Phasmatodea se estandarizó con los trabajos de Clark (1976a, b, 1979) y Sellick (1994, 1997a, b, 1998). A partir de entonces, el huevo se ha incluido en las descripciones de sus especies (Allred et al., 1986; Conle et al., 2007; López-Mora y Llorente-Bousquets, 2023) y también se han efectuado trabajos utilizando el microscopio electrónico de barrido (MEB) para el análisis de las microestructuras y la textura de la cápsula en especies pertenecientes a los géneros Agathemera Stål, 1875, Anisomorpha Gray, 1835, Bacillus Berthold, 1827, Burria Brunner von Wattenwyl, 1900, Carausius Stål, 1875, Clonopsis Pantel, 1915, Heteronemia Gray, 1835, Lonchodes Gray, 1835, Megaphasma Caudell, 1903, Orxines Stål, 1875, Paraprisopus Redtenbacher, 1906, Ramulus Saussure, 1862, Sipyloidea Brunner von Wattenwyl, 1893, Timema Scudder, 1895 y Xeropsis Redtenbacher, 1906 (Allred et al., 1986; Camousseight y Bustamante, 1991; Jintsuet al., 2010; Mazzini y Scali, 1977, 1980, 1983; Mazzini et al., 1982, 1984, 1992; Scali y Mazzini, 1977, 1981, 1982, 1983; Stark y Lentz, 1986). En particular, la textura de la cápsula y la ornamentación del opérculo han resultado ser muy útiles en la diferenciación de especies cercanamente relacionadas (Mazzini et al., 1982, 1992; Scali y Mazzini, 1981), incluso para diferenciar híbridos (Mazzini et al., 1984). En suma, los trabajos previos han concluido en la importancia de los estudios con MEB y microscopia óptica para la diferenciación entre especies cercanamente relacionadas en Phasmatodea y posibles híbridos. 

Pseudosermyle Caudell, 1903 es el género más diverso en México y América del Norte, con 26 especies en total (de Luna, 2022; López-Mora y Llorente-Bousquets, 2018). Sin embargo, solo se conocen 4 ilustraciones, que no son de microestructura del huevo, para 3 especies: Pseudosermyle tridens (Burmeister, 1838), ilustrada por Kaup (1871) y Zompro (2001); P. truncata Caudell, 1903, por Caudell (1914) y P. phalangiphora Conle, Hennemann et Fontana, 2007, por ellos mismos. Al observar las imágenes de estas 3 especies se advierten diferencias significativas en las formas de la cápsula y la lámina micropilar, que no han sido evaluadas en su microestructura y son relevantes para distinguir especies. 

Nuestro objetivo fue realizar una exploración más extensa sobre la morfología coriónica a nivel de microestructura utilizando MEB, incorporando 11 especies más de Pseudosermyle, así como analizar su empleo a nivel genérico y específico al reconocer jerarquías entre los caracteres que se utilizan para describir a las especies.

Materiales y métodos

Los acrónimos y abreviaturas de las colecciones son: CNIN = Colección Nacional de Insectos, Instituto de Biología, UNAM; MZFC = Museo de Zoología Alfonso L. Herrera, Facultad de Ciencias, UNAM. Estructuras coriónicas: H = altitud de la cápsula; L = longitud de la cápsula; mpi = lámina micropilar interna; mpl = longitud de la lámina micropilar; mpw = amplitud de la lámina micropilar, NM = lámina micropilar interna abierta con línea media; oph = altura del opérculo, opw = amplitud del opérculo; PO = lámina micropilar interna paralela sin línea media; W = amplitud de cápsula; %h/l = índice de elongación, %w/h = índice de compresión.

Se recolectaron 44 machos y 61 hembras en distintas localidades (fig. 1, tabla 1) y se depositaron en la CNIN y MZFC (tabla 2), Nooxapty isabelae se revisó de los ejemplares tipos depositados en las colecciones por López-Mora y Llorente-Bousquets (2023) (tabla 2). Los ejemplares que se obtuvieron de crianza aún no se depositan en colección alguna, pues se están utilizando para otro tipo de estudios. Los puntos de recolecta se muestran en un mapa (fig. 1) obtenido con QGIS 3.8.1-Zanzibar (QGIS, 2019). Para obtener los huevos, se seleccionaron 22 hembras de distintas especies (tabla 3), el número de hembra varió entre las especies pues algunas no sobrevivieron al traslado, se mantuvieron en cautiverio y aisladas entre sí (dentro de diferentes contenedores) con las siguientes condiciones: temperatura de 20-22 °C, humedad relativa 60-80%, alimentación con base en Galinsoga sp. (Asteraceae) que se colocó en frascos con agua. Estuvieron bajo ciclos de luz y oscuridad correspondientes a los presentados en la CDMX durante el lapso que estuvieron cautivas; se intentaron replicar las condiciones de temperatura y humedad tomadas en campo con un termohigrómetro digital PEAKMETER PM6508. Los organismos se identificaron comparando la morfología de adultos (machos y hembras) y el tipo de oviposición, en particular con las fotografías e ilustraciones de Brock et al. (2019), estos datos fueron cualitativos y no se incluyeron en el análisis de componentes principales (PCA). Para Nooxapty isabelae López-Mora et Llorente-Bousquets, 2023 se examinaron los huevos de la serie tipo y se usó como grupo externo. Se observaron y midieron en total 255 huevos de 22 hembras de 12 especies (tabla 3) bajo un microscopio Olympus SZX12, con ocular de reglilla micrométrica y un objetivo Olympus DF PL 1.5 X-4. Se efectuaron las mediciones de los huevos acorde con Sellick (1997b); los datos se presentan en las tablas 4-9 y en las diagnosis se expresan las cifras bajo los siguientes parámetros estadísticos: n = tamaño de la muestra, promedio ± desviación estándar (valor mínimo-valor máximo) en las descripciones.

Tabla 1

Localidades de recolecta de las distintas especies de insectos palo, el orden es alfabético por estado.

Localidad	Longitud	Latitud	Especies
REPSA, Coyoacán, Ciudad de México, México	19.317634	-99.184854	Pseudosermyle sp. 2
Arriba cueva, Valle de Bravo, Estado de México	19.09248	-100.07218	Pseudosermyle sp. 1
Bajo mesa, Valle de Bravo, Estado de México, México	19.0861	-100.07665	Pseudosermyle carinulata
Villa Esmeralda, Silao, Guanajuato, México	20.95367	-101.43361	Pseudosermyle sp. 4
EBCH, La Huerta, Jalisco, México	19.49931	-105.04484	Pseudosermyle sp. 3
Cruz Verde, Ayala, Morelos, México	18.760174	-98.976098	Pseudosermyle tridens
Curva Choápam-Latani, Santiago Choápam, Oaxaca, México	17.377754	-95.916254	Pseudosermyle sp. 6
Curva 1 Amatepec-Chinantequilla, Totontepec Villa de Morelos, Oaxaca, México	17.28485	-95.988362	Nooxapty isabelae
Camino a Tzinacapan, Cuetzalan, Puebla, México	20.016558	-97.53983	Pseudosermyle striatus Psudosermyle sp. 5
EBTLT, San Andrés Tuxtla, Veracruz, México	18.5860833	-95.0755	Pseudosermyle phalangiphora Pseudosermyle procera

Tabla 2

Organismos revisados y depositados en las colecciones por especie, sexo y huevos indicando el voucher. Para Nooxapty isabelae se indican los ejemplares revisados. En Núm. de especímenes se separan los ejemplares depositados y revisados (primera cifra) de los revisados (segunda cifra) por un símbolo de más “+”. 

Especie	CNIN	MZFC
	Machos	Hembras	Huevos	Machos	Hembras	Huevos
Pseudosermyle sp. 1			PHMX351-354, 356-358	PHMX26	PHMX125	PHMX349-350, 355, 426
Tabla 2. Continúa
Especie	CNIN	MZFC
	Machos	Hembras	Huevos	Machos	Hembras	Huevos
Pseudosermyle sp. 2			PHMX307-308, 311, 314-322	PHMX72-75, 78-79	PHMX76-77, 80	PHMX304-306, 309-310, 312-313
Pseudosermyle sp. 3	PHMX467-468	PHMX469-471	PHMX324, 327-328			PHMX323, 325-326
P. tridens	PHMX678	PHMX679-680	PHMX332-337, 341, 343-348, 616-618			PHMX329-331, 338-340, 342
Pseudosermyle sp. 4	PHMX91, 93	PHMX94-100	PHMX362-365, 367-373, 423-425	PHMX54-56, 90, 92	PHMX57-62	PHMX359-361, 366
P. carinulata	PHMX160-163	PHMX164-165, 168, 653	PHMX420-421			PHMX416-419, 422
P. striata	PHMX81-85	PHMX86-89	PHMX262-270, 272-273, 277-288, 292-300, 302-303	PHMX463	PHMX462, PHMX464-465	PHMX259-261, 271, 274-276, 289-291, 301
Pseudosermyle sp. 5		PHMX27	PHMX378-388	PHMX1-2, 11-12	PHMX4-6, 13	PHMX374-377
P. phalangiphora	PHMX101-102, 135, 148, 155	PHMX103-107, 146-147, 149	PHMX172-183, 188-198, 203-213			PHMX169-171, 184-187, 199-202
P. procera	PHMX108-110, 136-137, 151, 156-157	PHMX111-114, 150, 152-154,	PHMX217-228, 232-243, 248-258			PHMX214-216, 229-231, 244-247
Pseudosermyle sp. 6		PHMX681	PHMX405-415			PHMX401-404
‍‍Nooxapty isabelae	PHMX117, 119	PHMX115	PHMX389-393, 399-400	PHMX118	PHMX116	PHMX394-398
Núm. especímenes	27+2	38+1	179+7	17+1	23+1	70+5

Tabla 3

Especies de Phasmatodea revisadas, número de hembras por especie tentativamente bajo el género Pseudosermyle y número de huevos por hembra revisados.

Especies de Phasmatodea revisadas	Clave	Huevos por hembra
	Nombre	Clave de ♀	‍Núm. de ♀
Pseudosermyle sp. 1	PtgVB	U	‍1	11
Pseudosermyle sp. 2	PtgDF	G1 G2	1 2	5 14
Pseudosermyle sp. 3	Pch	F1 F2	‍1 2	3 3
P. tridens	PtrMor	T1 T2	‍1 2	10 10
Tabla 3. Continúa
Especies de Phasmatodea revisadas	Clave	Huevos por hembra
	Nombre	Clave de ♀	‍Núm. de ♀
Pseudosermyle sp. 4	PtrGto	U	‍1	15
P. carinulata	Pca	C1 C2	‍1 2	5 2
P. striata	Pst	S1 S2 S3	‍1 2 3	15 15 15
Pseudosermyle sp. 5	PspF	U	‍1	15
P. phalangiphora	Pph	H1 H2 H3	‍1 2 3	15 15 15
P. procera	Ppr	P1 P2 P3	‍1 2 3	15 15 15
Pseudosermyle sp. 6	Poax	U	‍1	15
N. isabelae	Nisa	U	‍1	12
Total: 12 spp.	—	—	‍22	255

Para asociar machos con hembras que no se encontraban en cópula en el campo, se realizaron los siguientes pasos: a) se observaron los machos con los cuales copulaban las hembras en cautiverio; b) se separaron los huevos por morfología y hembra; c) éstos se incubaron por separado; d) cuando eclosionaron, las ninfas se mantuvieron en terrarios separados; e) se obtuvieron adultos y se comparó la morfología con la presentada por los parentales; f) cuando se obtienen machos y hembras de la misma hembra se corrobora si la morfología que presentan es similar a la de los parentales y se deduce qué machos parentales coinciden; g) se observa que los machos copulen con las hembras correspondientes con la morfología materna; y h) se compara la morfología coriónica de los huevos de las hembras hijas con las parentales para corroborar la correspondencia. Estos pasos permiten discernir cuando hay especies del mismo género que se encuentran en el mismo sitio, o cuando desconocemos la correspondencia entre sexos en los insectos palo de una localidad.

Se tomaron micrografías con una cámara de 8MP LEICA DFC490 adaptada a un microscopio LEICA Z16 AP0A y obtenidas con Leica Application Suite. Éstas se procesaron con GIMP 2.8.22 (GNU). Se llevaron a cabo observaciones bajo el MEB, los huevos se procesaron modificando el método de Nieves-Uribe et al. (2021) de la siguiente manera: serie descendente de etanol, 10 min en cada uno (96% → 70% → 50% → 30% → 10%) → H₂O destilada (10 min) → jabón biológico (agitación manual constante) → Sonicar por 10 seg en 2 lapsos de 5 seg (con un sonicador modelo: Bronson 200) → enjuagar en agua destilada → agua destilada (10 min) → serie ascendente de etanol, 10 min en cada uno (10% → 30% → 50% → 70% → 96%) → dejar evaporar el alcohol (30 min. aprox.) → montar la muestra → dejar secar por 2 días en un recipiente hermético con una bolsita de silica gel (2 días). Las muestras se cubrieron en la ionizadora 19Quorum 150R ES en 2 ciclos de 20 min cada uno y se observaron bajo un microscopio Hitachi SU3500. Las abreviaturas en las medidas del huevo siguen la nomenclatura de Sellick (1997b, c, 1998). Las estructuras descritas y propuestas para el huevo se ilustran en la figura 2. Se siguió la nomenclatura de texturas de Harris (1979) para las descripciones de microestructura, en este caso solo se midieron las estructuras de 1 huevo por especie por el costo elevado de la técnica; éste corresponde con el huevo ilustrado en las micrografías obtenidas con el microscopio estereoscópico Leica. Es importante señalar que el nivel de detalle que obtuvimos permite documentar que las estructuras (v. gr. arrugas, espinas, gránulos) presentan textura, que se describe en ocasiones con frases que parecen contradictorias (v. gr. arrugas lisas, gránulos con espinas), pero se acompañan de imágenes.

Tabla 4

Medidas en micras (μm) de cada huevo de P. phalangiphora utilizadas para el PCA. 

Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PphH1-1	2,774	1,752	1,971	876	474.5	1,423.5	1,131.5
PphH1-2	2,737.5	1,752	1,898	912.5	474.5	1,350.5	1,058.5
PphH1-3	2,664.5	1,533	1,788.5	912.5	511	1,350.5	1,095
PphH1-4	2,701	1,715.5	1,898	876	474.5	1,460	1,131.5
PphH1-5	2,628	1,679	1,861.5	949	511	1,460	1,095
PphH1-6	2,847	1,715.5	1,898	766.5	511	1,460	1,204.5
PphH1-7	2,737.5	1,679	1,861.5	766.5	511	1,496.5	1,095
PphH1-8	2,847	1,788.5	1,861.5	912.5	438	1,423.5	1,168
PphH1-9	2,774	1,642.5	1,861.5	803	511	1,460	1,204.5
PphH1-10	2,774	1,679	1,861.5	876	547.5	1,350.5	1,095
PphH1-11	2,810.5	1,679	1,934.5	839.5	438	1,460	1,168
PphH1-12	2,847	1,752	1,861.5	803	474.5	1,460	1,168
PphH1-13	2,737.5	1,715.5	1,861.5	766.5	474.5	1,460	1,131.5
PphH1-14	2,664.5	1,642.5	1,861.5	839.5	474.5	1,387	1,058.5
PphH1-15	2,920	1,788.5	1,934.5	912.5	511	1,496.5	1,168
PphH2-1	2,372.5	1,387	1,496.5	839.5	474.5	1,350.5	1,058.5
PphH2-2	2,555	1,679	1,752	803	438	1,715.5	1,387
PphH2-3	2,555	1,569.5	1,642.5	912.5	438	1,533	1,314
PphH2-4	2,591.5	1,898	1,861.5	766.5	438	1,752	1,387
PphH2-5	2,555	1,606	1,825	766.5	401.5	1,606	1,277.5
PphH2-6	2,591.5	1,606	1,825	766.5	438	1,642.5	1,387
PphH2-7	2,664.5	1,642.5	1,825	766.5	438	1,642.5	1,387
PphH2-8	2,555	1,679	1,861.5	803	438	1,642.5	1,277.5
PphH2-9	2,591.5	1,642.5	1,825	949	547.5	1,606	1,241
PphH2-10	2,628	1,642.5	1,788.5	693.5	438	1,533	1,314
PphH2-11	2,628	1,496.5	1,679	839.5	511	1,460	1,168
PphH2-12	2,591.5	1,606	1,752	839.5	438	1,606	1,314
PphH2-13	2,591.5	1,496.5	1,715.5	839.5	401.5	1,460	1,277.5
PphH2-14	2,591.5	1,679	1,788.5	730	438	1,423.5	1,350.5
PphH2-15	2,664.5	1,715.5	2,007.5	912.5	438	1,715.5	1,423.5
PphH3-1	2,774	1,642.5	1,898	803	474.5	1,387	1,095
PphH3-2	2,664.5	1,642.5	1,825	803	474.5	1,387	1,095
PphH3-3	2,664.5	1,642.5	1,788.5	839.5	511	1,314	1,058.5
PphH3-4	2,737.5	1,642.5	1,825	766.5	547.5	1,387	1,095
PphH3-5	2,628	1,679	1,788.5	803	511	1,350.5	1,058.5
PphH3-6	2,737.5	1,642.5	1,788.5	803	511	1,314	1,095
PphH3-7	2,774	1,642.5	1,825	803	511	1,387	1,095
Tabla 4. Continúa
Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PphH3-8	2,737.5	1,679	1,825	876	511	1,460	1,095
PphH3-9	2,701	1,679	1,861.5	803	547.5	1,350.5	1,022
PphH3-10	2,701	1,642.5	1,788.5	766.5	438	1,350.5	1,095
PphH3-11	2,701	1,606	1,898	839.5	547.5	1,496.5	1,131.5
PphH3-12	2,701	1,642.5	1,861.5	876	547.5	1,496.5	1,095
PphH3-13	2,664.5	1,606	1,825	839.5	438	1,350.5	1,204.5
PphH3-14	2,737.5	1,642.5	1,752	803	474.5	1,350.5	1,095
PphH3-15	2,774	1,679	1,788.5	876	438	1,168	1,058.5

Tabla 5

Medidas en μm de cada huevo de Pseudosermyle procera utilizadas para el PCA.

Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PprP1-1	2,737.5	1,825	1,934.5	693.5	292	1,496.5	1,241
PprP1-2	2,774	1,788.5	1,934.5	730	292	1,460	1,241
PprP1-3	2,737.5	1,788.5	1,934.5	657	255.5	1,423.5	1,168
PprP1-4	2,737.5	1,679	1,861.5	693.5	292	1,423.5	1,168
PprP1-5	2,555	1,606	1,788.5	730	328.5	1,314	1,095
PprP1-6	2,664.5	1,642.5	1,861.5	657	292	1,350.5	1,204.5
PprP1-7	2,737.5	1,752	1,934.5	730	255.5	1,387	1,131.5
PprP1-8	2,737.5	1,788.5	1,934.5	730	292	1,314	1,131.5
PprP1-9	2,737.5	1,715.5	1,934.5	730	292	1,460	1,204.5
PprP1-10	2,737.5	1,752	1,971	693.5	255.5	1,387	1,131.5
PprP1-11	2,664.5	1,715.5	1,898	693.5	255.5	1,387	1,095
PprP1-12	2,810.5	1,788.5	1,898	693.5	292	1,387	1,095
PprP1-13	2,701	1,752	1,934.5	657	255.5	1,350.5	1,095
PprP1-14	2,810.5	1,752	1,934.5	766.5	292	1,460	1,168
PprP1-15	2,810.5	1,679	1,934.5	693.5	292	1,460	1,131.5
PprP2-1	2,774	1,715.5	1,861.5	693.5	365	1,350.5	1,204.5
PprP2-2	2,664.5	1,788.5	2,044	657	365	1,423.5	1,095
PprP2-3	2,737.5	1,679	1,971	584	328.5	1,569.5	1,131.5
PprP2-4	2,737.5	1,715.5	1,898	620.5	365	1,387	1,131.5
PprP2-5	2,737.5	1,752	1,898	693.5	365	1,496.5	1,131.5
PprP2-6	2,701	1,679	1,861.5	693.5	328.5	1,387	1,204.5
PprP2-7	2,774	1,715.5	1,898	620.5	365	1,460	1,095
PprP2-8	2,737.5	1,715.5	1,934.5	730	365	1,460	1,168
Tabla 5. Continúa
Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PprP2-9	2,701	1,715.5	1,934.5	657	328.5	1,460	1,168
PprP2-10	2,774	1,752	1,934.5	657	365	1,423.5	1,241
PprP2-11	2,737.5	1,715.5	1,898	730	401.5	1,460	1,168
PprP2-12	2,810.5	1,715.5	1,898	730	328.5	1,423.5	1,131.5
PprP2-13	2,664.5	1,679	1,861.5	620.5	292	1,460	1,131.5
PprP2-14	2,664.5	1,679	1,861.5	657	365	1,387	1,131.5
PprP2-15	2,810.5	1,679	1,898	693.5	365	1,387	1,168
PprP3-1	2,737.5	1,788.5	2,007.5	730	401.5	1,569.5	1,241
PprP3-2	2,628	1,788.5	1,898	730	401.5	1,460	1,204.5
PprP3-3	2,737.5	1,825	2,007.5	657	438	1,569.5	1,277.5
PprP3-4	2,701	1,788.5	1,971	730	401.5	1,533	1,241
PprP3-5	2,628	1,825	2,007.5	657	365	1,569.5	1,241
PprP3-6	2,701	1,788.5	1,934.5	657	401.5	1,496.5	1,204.5
PprP3-7	2,701	1,788.5	1,934.5	657	401.5	1,533	1,241
PprP3-8	2,591.5	1,788.5	1,971	620.5	365	1,496.5	1,168
PprP3-9	2,701	1,788.5	1,971	693.5	438	1,569.5	1,168
PprP3-10	2,591.5	1,788.5	1,971	620.5	401.5	1,642.5	1,241
PprP3-11	2,737.5	1,752	1,934.5	657	438	1,569.5	1,241
PprP3-12	2,774	1,825	2,007.5	730	401.5	1,569.5	1,277.5
PprP3-13	2,701	1,715.5	2,044	620.5	401.5	1,533	1,277.5
PprP3-14	2,628	1,825	2,007.5	693.5	401.5	1,533	1,204.5
PprP3-15	2,664.5	1,825	2,007.5	657	401.5	1,642.5	1,277.5

Tabla 6

Medidas en μm de cada huevo de Pseudosermyle striata utilizadas para el PCA. 

Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PstS1-1	2,263.8	1,470	1,675.8	1,234.8	529.2	1,029	882
PstS1-2	2,352	1,587.6	1,734.6	1,234.8	529.2	1,146.6	1,029
PstS1-3	2,293.2	1,528.8	1,705.2	1,205.4	529.2	1,087.8	940.8
PstS1-4	2,352	1,558.2	1,646.4	1,205.4	529.2	1,087.8	1,029
PstS1-5	2,116.8	1,528.8	1,705.2	1,058.4	529.2	1,176	999.6
PstS1-6	2,175.6	1,499.4	1,705.2	1,087.8	588	1,117.2	970.2
PstS1-7	2,234.4	1,470	1,646.4	1,117.2	558.6	1,146.6	970.2
PstS1-8	2,263.8	1,528.8	1,646.4	1,058.4	558.6	1,176	1029
Tabla 6. Continúa
Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PstS1-9	2,175.6	1,470	1,675.8	1,087.8	588	1,146.6	999.6
PstS1-10	2,087.4	1,499.4	1,705.2	1,029	558.6	1,117.2	999.6
PstS1-11	2,175.6	1,440.6	1,646.4	1,058.4	529.2	1,146.6	970.2
PstS1-12	2,116.8	1,470	1,705.2	1,087.8	529.2	1,117.2	911.4
PstS1-13	2,116.8	1,499.4	1,675.8	1,176	529.2	1,117.2	940.8
PstS1-14	2,146.2	1,558.2	1,675.8	1,117.2	529.2	1,058.4	940.8
PstS1-15	2,205	1,499.4	1,646.4	1,087.8	588	1,087.8	911.4
PstS2-1	2,322.6	1,558.2	1,705.2	1,029	529.2	1,087.8	940.8
PstS2-2	2,293.2	1,558.2	1,705.2	1,117.2	588	1,058.4	970.2
PstS2-3	2,263.8	1,528.8	1,646.4	999.6	529.2	1,087.8	940.8
PstS2-4	2,263.8	1,352.4	1,528.8	1,058.4	558.6	999.6	911.4
PstS2-5	2,175.6	1,499.4	1,646.4	911.4	529.2	1,087.8	940.8
PstS2-6	2,322.6	1,558.2	1,734.6	1,058.4	529.2	1,087.8	940.8
PstS2-7	2,263.8	1,411.2	1,734.6	1,058.4	558.6	1,117.2	970.2
PstS2-8	2,205	1,558.2	1,675.8	1,029	558.6	1,087.8	940.8
PstS2-9	2,352	1,558.2	1,734.6	1,205.4	499.8	1,087.8	970.2
PstS2-10	2,381.4	1,558.2	1,675.8	1,087.8	558.6	1,029	940.8
PstS2-11	2,263.8	1,499.4	1,617	970.2	558.6	1,058.4	911.4
PstS2-12	2,234.4	1,499.4	1,675.8	1,087.8	558.6	1,029	911.4
PstS2-13	2,293.2	1,470	1,646.4	1,176	529.2	1,058.4	911.4
PstS2-14	2,175.6	1,411.2	1,558.2	970.2	529.2	1,029	882
PstS2-15	2,116.8	1,323	1,499.4	999.6	558.6	970.2	852.6
PstS3-1	2,146.2	1,440.6	1,587.6	999.6	470.4	999.6	911.4
PstS3-2	2,116.8	1,440.6	1,675.8	940.8	441	1,058.4	793.8
PstS3-3	2,175.6	1,352.4	1,528.8	940.8	558.6	940.8	852.6
PstS3-4	2,175.6	1,470	1,499.4	970.2	470.4	999.6	911.4
PstS3-5	2,146.2	1,440.6	1,587.6	999.6	529.2	999.6	940.8
PstS3-6	2,028.6	1,440.6	1,587.6	999.6	470.4	1,058.4	911.4
PstS3-7	2,146.2	1,440.6	1,617	940.8	441	1,029	911.4
PstS3-8	2,205	1,528.8	1,617	911.4	470.4	1,058.4	970.2
PstS3-9	2,116.8	1,470	1,558.2	970.2	470.4	1,029	911.4
PstS3-10	2,175.6	1,499.4	1,646.4	911.4	499.8	1,029	940.8
PstS3-11	2,087.4	1,411.2	1,470	852.6	529.2	999.6	882
PstS3-12	2,087.4	1,470	1,528.8	911.4	499.8	999.6	911.4
PstS3-13	2,175.6	1,470	1,528.8	940.8	529.2	1,029	911.4
PstS3-14	2,352	1,558.2	1,764	1,146.6	529.2	1,146.6	999.6
PstS3-15	2,410.8	1,528.8	1,705.2	1,264.2	529.2	1,117.2	1,058.4

Tabla 7

Medidas en μm de cada huevo de Pseudosermyle carinulata, Pseudosermyle tridens, Pseudosermyle sp. 4, Pseudosermyle sp. 5 utilizadas para el PCA. 

Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PtrGtoU-1	3,580.2	1,285.2	1,514.7	642.6	596.7	872.1	688.5
PtrGtoU-2	3,626.1	1,239.3	1,560.6	642.6	550.8	872.1	688.5
PtrGtoU-3	3,626.1	1,377	1,606.5	642.6	596.7	872.1	688.5
PtrGtoU-4	3,626.1	1,377	1,468.8	688.5	596.7	872.1	688.5
PtrGtoU-5	3,580.2	1,285.2	1,560.6	734.4	550.8	826.2	734.4
PtrGtoU-6	3,580.2	1,331.1	1,560.6	688.5	550.8	872.1	688.5
PtrGtoU-7	3,672	1,331.1	1,514.7	688.5	596.7	826.2	734.4
PtrGtoU-8	3,672	1,377	1,422.9	688.5	550.8	872.1	642.6
PtrGtoU-9	3,672	1,377	1,514.7	688.5	550.8	872.1	688.5
PtrGtoU-10	3,580.2	1,377	1,377	459	459	872.1	642.6
PtrGtoU-11	3,580.2	1,285.2	1,422.9	321.3	229.5	872.1	688.5
PtrGtoU-12	3,672	1,331.1	1,422.9	596.7	459	826.2	688.5
PtrGtoU-13	3,580.2	1,239.3	1,422.9	688.5	550.8	872.1	734.4
PtrGtoU-14	3,534.3	1,331.1	1,514.7	642.6	596.7	826.2	688.5
PtrGtoU-15	3,488.4	1,331.1	1,606.5	688.5	596.7	872.1	734.4
PtrMorT1-1	3,488.4	1,285.2	1,422.9	596.7	504.9	734.4	780.3
PtrMorT1-2	3,626.1	1,331.1	1,514.7	504.9	504.9	734.4	780.3
PtrMorT1-3	3,717.9	1,377	1,514.7	550.8	504.9	734.4	780.3
PtrMorT1-4	3,580.2	1,331.1	1,468.8	504.9	504.9	780.3	780.3
PtrMorT1-5	3,534.3	1,377	1,468.8	550.8	504.9	780.3	826.2
PtrMorT1-6	3,672	1,331.1	1,468.8	550.8	504.9	734.4	780.3
PtrMorT1-7	3,580.2	1,331.1	1,377	459	504.9	734.4	734.4
PtrMorT1-8	3,580.2	1,377	1,377	596.7	504.9	642.6	734.4
PtrMorT1-9	3,442.5	1,331.1	1,422.9	550.8	550.8	780.3	826.2
PtrMorT1-10	3,442.5	1,239.3	1,377	550.8	550.8	780.3	826.2
PtrMorT2-1	3,549.6	1,326	1,433.1	540.6	515.1	744.6	785.4
PtrMorT2-2	3,488.4	1,239.3	1,422.9	688.5	550.8	734.4	780.3
PtrMorT2-3	3,626.1	1,147.5	1,468.8	642.6	367.2	734.4	734.4
PtrMorT2-4	3,442.5	1,147.5	1,331.1	688.5	550.8	734.4	780.3
PtrMorT2-5	3,717.9	1,285.2	1,514.7	688.5	550.8	734.4	780.3
PtrMorT2-6	3,717.9	1,239.3	1,468.8	688.5	550.8	734.4	734.4
PtrMorT2-7	3,626.1	1,239.3	1,422.9	688.5	596.7	688.5	780.3
PtrMorT2-8	3,717.9	1,285.2	1,468.8	642.6	550.8	826.2	780.3
PtrMorT2-9	3,717.9	1,239.3	1,422.9	688.5	596.7	734.4	780.3
PtrMorT2-10	3,672	1,193.4	1,514.7	642.6	596.7	734.4	780.3
PcaC1-1	1,999.2	1,381.8	1,587.6	1,029	382.2	940.8	823.2
Tabla 7. Continúa
Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PcaC1-2	1,999.2	1,411.2	1,587.6	999.6	382.2	970.2	823.2
PcaC1-3	2,028.6	1,381.8	1,587.6	1,029	411.6	940.8	823.2
PcaC1-4	2,058	1,352.4	1,558.2	940.8	382.2	940.8	852.6
PcaC1-5	1,969.8	1,323	1,558.2	940.8	382.2	940.8	823.2
PcaC2-1	1,852.2	1,176	1,381.8	940.8	441	823.2	735
PcaC2-2	1,822.8	1,264.2	1,440.6	911.4	411.6	882	764.4
PspFU-1	2,058	1,323	1,558.2	1,117.2	411.6	999.6	823.2
PspFU-2	2,028.6	1,323	1,499.4	1,234.8	382.2	999.6	793.8
PspFU-3	2,087.4	1,352.4	1,587.6	1,146.6	382.2	911.4	735

Tabla 8

Medidas en μm de cada huevo de N. isabelae, Pseudosermyle sp. 1, Pseudosermyle sp. 2. Pseudosermyle sp. 5 utilizadas para el PCA. 

Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PspFU-4	1,822.8	1,146.6	1,440.6	940.8	411.6	970.2	676.2
PspFU-5	1,940.4	1,264.2	1,499.4	970.2	382.2	911.4	676.2
PspFU-6	1,881.6	1,234.8	1,470	1,029	411.6	940.8	705.6
PspFU-7	1,940.4	1,293.6	1,470	940.8	411.6	911.4	705.6
PspFU-8	1,911	1,205.4	1,499.4	911.4	382.2	970.2	764.4
PspFU-9	1,852.2	1,205.4	1,470	940.8	382.2	970.2	764.4
PspFU-10	2,058	1,323	1,499.4	1,087.8	382.2	999.6	735
PspFU-11	2,087.4	1,323	1,499.4	1,058.4	382.2	999.6	793.8
PspFU-12	1,999.2	1,323	1,470	1,205.4	382.2	970.2	764.4
PspFU-13	1,881.6	1,234.8	1,440.6	1,058.4	411.6	911.4	793.8
PspFU-14	2,058	1,323	1,528.8	1,087.8	382.2	1,029	764.4
PspFU-15	1,940.4	1,293.6	1,499.4	999.6	382.2	999.6	705.6
NisaU-1	2,263.8	1,499.4	1,764	1,029	617.4	1,293.6	970.2
NisaU-2	2,293.2	1,470	1,705.2	999.6	588	1,146.6	882
NisaU-3	2,293.2	1,646.4	1,793.4	1,029	617.4	1,234.8	1,029
NisaU-4	2,175.6	1,558.2	1,705.2	999.6	558.6	1,205.4	1,029
NisaU-5	2,263.8	1,646.4	1,793.4	999.6	588	1,234.8	1,029
NisaU-6	2,146.2	1,470	1,558.2	1,087.8	558.6	1,117.2	940.8
NisaU-7	2,293.2	1,558.2	1,793.4	1,029	588	1,234.8	1,029
NisaU-8	2,146.2	1,440.6	1,617	999.6	558.6	1,087.8	940.8
NisaU-9	2,175.6	1,528.8	1,617	1,087.8	558.6	1,146.6	911.4
NisaU-10	2,293.2	1,587.6	1,793.4	970.2	588	1,176	911.4
Tabla 8. Continúa
Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
NisaU-11	2,116.8	1,558.2	1,793.4	970.2	617.4	1,234.8	1,058.4
NisaU-12	2,352	1,499.4	1,764	1,058.4	646.8	1,293.6	1,029
PtgVBU-1	3,394.5	1,569.5	1,715.5	1,533	657	1,277.5	912.5
PtgVBU-2	3,029.5	1,350.5	1,606	1,350.5	511	912.5	620.5
PtgVBU-3	3,467.5	1,533	1,752	1,496.5	730	1,204.5	803
PtgVBU-4	3,394.5	1,533	1,606	1,496.5	657	1,095	803
PtgVBU-5	3,321.5	1,496.5	1,642.5	1,533	620.5	1,204.5	912.5
PtgVBU-6	3,431	1,460	1,642.5	1,460	584	1,095	803
PtgVBU-7	3,431	1,460	1,642.5	1,460	657	1,241	839.5
PtgVBU-8	3,394.5	1,533	1,569.5	1,533	693.5	1,095	839.5
PtgVBU-9	3,467.5	1,533	1,715.5	1,460	620.5	1,095	766.5
PtgVBU-10	3,394.5	1,533	1,715.5	1,496.5	730	1,168	912.5
PtgVBU-11	3,285	1,606	1,679	1,460	620.5	1,204.5	876
PtgDFG1-1	3,321.5	1,533	1,715.5	1,095	730	985.5	766.5
PtgDFG1-2	3,102.5	1,533	1,606	1,131.5	693.5	839.5	693.5
PtgDFG1-3	3,285	1,533	1,642.5	1,204.5	730	912.5	766.5
PtgDFG1-4	3,102.5	1,460	1,533	1,204.5	693.5	949	766.5
PtgDFG1-5	3,248.5	1,569.5	1,569.5	1,168	766.5	803	657
PtgDFG2-1	3,248.5	1,533	1,642.5	1,241	657	949	620.5
PtgDFG2-2	3,285	1,496.5	1,606	1,095	620.5	949	730
PtgDFG2-3	3,248.5	1,496.5	1,569.5	1,350.5	730	949	803
PtgDFG2-4	3,285	1,606	1,715.5	1,314	876	912.5	730
PtgDFG2-5	3,102.5	1,606	1,752	1,241	876	949	730

Tabla 9

Medidas en μm de cada huevo de Pseudosermyle sp. 2. Pseudosermyle sp. 3, Pseudosermyle sp. 6 utilizadas para el PCA. 

Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PtgDFG2-6	3,285	1,496.5	1,606	1,314	620.5	912.5	657
PtgDFG2-7	3,212	1,460	1,569.5	1,277.5	620.5	912.5	657
PtgDFG2-8	3,321.5	1,533	1,679	1,277.5	657	985.5	693.5
PtgDFG2-9	3,212	1,569.5	1,679	1,314	876	912.5	766.5
PtgDFG2-10	3,175.5	1,606	1,752	1,387	657	876	657
PtgDFG2-11	3,467.5	1,606	1,715.5	1,241	657	949	657
PtgDFG2-12	3,248.5	1,606	1,642.5	1,277.5	693.5	985.5	839.5
PtgDFG2-13	3,248.5	1,606	1,642.5	1,241	693.5	985.5	657
Tabla 9. Continúa
Clave	Medidas de huevo
	L	W	H	mpl	mpw	oph	opw
PtgDFG2-14	3,285	1,496.5	1,642.5	1,460	730	949	803
PchF1-1	3,626.1	1,147.5	1,422.9	1,239.3	688.5	918	780.3
PchF1-2	3,993.3	1,468.8	1,652.4	1,422.9	734.4	1,055.7	826.2
PchF1-3	3,947.4	1,514.7	1,606.5	1,468.8	826.2	1,101.6	872.1
PchF2-1	3,947.4	1,377	1,698.3	1,377	688.5	918	780.3
PchF2-2	3,672	1,377	1,560.6	1,377	780.3	872.1	688.5
PchF2-3	3,672	1,422.9	1,606.5	1,422.9	780.3	872.1	688.5
PoaxU-1	2,701	1,642.5	1,898	693.5	328.5	1,314	1,131.5
PoaxU-2	2,518.5	1,569.5	1,825	693.5	365	1,277.5	1,095
PoaxU-3	2,664.5	1,642.5	1,861.5	657	328.5	1,277.5	1,058.5
PoaxU-4	2,664.5	1,679	1,825	657	365	1,277.5	1,131.5
PoaxU-5	2,664.5	1,642.5	1,861.5	730	365	1,277.5	1,131.5
PoaxU-6	2,518.5	1,606	1,788.5	693.5	365	1,241	1,095
PoaxU-7	2,555	1,606	1,861.5	657	365	1,350.5	1,131.5
PoaxU-8	2,591.5	1,642.5	1,861.5	766.5	328.5	1,277.5	1,131.5
PoaxU-9	2,482	1,569.5	1,752	657	365	1,168	949
PoaxU-10	2,591.5	1,569.5	1,861.5	657	365	1,241	1,095
PoaxU-11	2,482	1,679	1,788.5	693.5	365	1,277.5	1,058.5
PoaxU-12	2,518.5	1,569.5	1,788.5	693.5	328.5	1,277.5	1,095
PoaxU-13	2,555	1,606	1,861.5	693.5	328.5	1,241	1,022
PoaxU-14	2,555	1,679	1,788.5	693.5	365	1,241	1,022
PoaxU-15	2,701	1,679	1,898	657	292	1,314	1,131.5

Se llevó a cabo un análisis de componentes principales (PCA) para examinar si las medidas —en micras— de los huevos eran relevantes al reconocer grupos. Las medidas utilizadas fueron: longitud de la cápsula (L), amplitud de la cápsula (W), altitud de la cápsula (H), longitud de la lámina micropilar (mpl), amplitud de la lámina micropilar (mpw), altitud del opérculo (oph) y amplitud del opérculo (opw) (tablas 4-9). Se incluyeron todos los huevos con el propósito de graficar estas mediciones y agruparlos según dichas medidas. Se empleó R (R Core Team, 2013) mediante la interfaz de Rstudio (Rstudio Team, 2015); las paqueterías utilizadas fueron: ggplot2 (Wickham, 2016), ggfortify (Horikoshi y Tang, 2016), rgl (Adler et al., 2018), pca3d (Weiner, 2017) y magick (Ooms, 2018). Cada huevo fue caracterizado de manera individual siguiendo un código que incluye los nombres de las columnas: nombre, clave de hembra de la tabla 3, más el número ascendente correspondiente (tablas 4-9). Para la descripción de los grupos, las medidas se convirtieron a milímetros (mm), mientras que para cada especie se mantuvieron en micras (μm).

Resultados

El análisis de componentes principales (PCA) muestra la formación de 4 grupos (fig. 3) explicados en detalle posteriormente, que coinciden con los patrones de morfología externa mostrada por los adultos (machos y hembras) y el tipo de oviposición. En el gráfico del PCA cada eje representa un componente; por lo tanto, se representan 2 gráficos del PCA, uno con rotación en el eje del primer componente (fig. 3A) y otro con rotación en el eje del segundo componente (fig. 3B), para una apreciación mejor de los 4 grupos. Los primeros 3 componentes explican 96.76% de la varianza (fig. 4A). El primer componente presenta mayor contribución de L (fig. 4B), mientras que el segundo presenta mayor homogeneidad en la contribución que recibe de las variables; sin embargo, la oph es la variable que más contribuye (fig. 4C). Finalmente, el tercer componente presenta mayor contribución de mpl (fig. 4D).

A continuación, se da una descripción breve de la microestructura coriónica general de cada grupo, así como para cada una de las especies incluidas en este trabajo. También se incluye una comparación de las distintas estructuras coriónicas entre los grupos y las especies, como se observa en las tablas 10-12. Muchas de estas especies no están descritas y pueden representar especies aún inéditas e innominadas, en consecuencia, se dejaron como morfoespecies y solo se enumeraron.

Tabla 10

Comparación entre estructuras coriónicas entre especies y grupos. Longitud de cápsula (L), amplitud de cápsula (W), altitud de cápsula (H). 

Grupos	General	Cápsula
	Tipo de huevo	Oviposición	Forma	Textura	Microestructura	L promedio (mm)	W promedio (mm)	H promedio (mm)
Grupo 1	adhesivo	Adheridos	Fusiforme	Gránulos	Basamentos piramidales	3.37 ±0.23	1.5 ±0.09	1.64 ±0.07
Pseudosermyle sp. 1	adhesivo	Adheridos	Fusiforme	Gránulos	Basamentos piramidales	3.36 ±0.12	1.5 ±0.06	1.66 ±0.05
Pseudosermyle sp. 2	adhesivo	Adheridos	Fusiforme	Gránulos	Basamentos piramidales	3.24 ±0.08	1.54 ±0.05	1.64 ±0.06
Pseudosermyle sp. 3	adhesivo	Adheridos	Fusiforme	Gránulos	Basamentos piramidales	3.8 ±0.16	1.38 ±0.12	1.59 ±0.09
Grupo 2	adhesivo	Ooteca	Fusiforme	Paralelepípedos	Liso	3.6 ±0.08	1.3 ±0.06	1.46 ±0.06
Pseudosermyle tridens	adhesivo	Ooteca	Fusiforme	Paralelepípedos	Liso	3.59 ±0.09	1.28 ±0.07	1.44 ±0.05
Pseudosermyle sp. 4	Adhesivo	Ooteca	Fusiforme	Paralelepípedos	Liso	3.6 ±0.05	1.32 ±0.04	1.49 ±0.07
Grupo 3	Alveolada	Por caída	Doliforme	Variable	Variable	2.14 ±0.14	1.44 ±0.11	1.61 ±0.1
Pseudosermyle carinulata	Alveolada	Por caída	Doliforme	Gránulos	Proyecciones digitiformes	1.96 ±0.08	1.32 ±0.08	1.52 ±0.08
Pseudosermyle striata	Alveolada	Por caída	Doliforme	Arrugas	Proyecciones digitiformes	2.21 ±0.09	1.48 ±0.06	1.64 ±0.07
Pseudosermyle sp. 5	Alveolada	Por caída	Doliforme	Arrugas	Rugulosa	1.96 ±0.08	1.27 ±0.05	1.49 ±0.03
Nooxapty isabelae	Alveolada	Por caída	Doliforme	Espinas	Proyecciones digitiformes	2.23 ±0.07	1.53 ±0.06	1.72 ±0.08
Grupo 4	Alveolada	Por caída	Doliforme	Variable	Variable	2.68 ±0.09	1.69 ±0.08	1.87 ±0.08
Pseudosermyle phalangiphora	Alveolada	Por caída	Doliforme	Gibas con espinas umbeliformes	Punteada	2.68 ±0.1	1.65 ±0.08	1.82 ±0.08
Pseudosermyle procera	Alveolada	Por caída	Doliforme	Verrugosa con fóveas	Verrugosa	2.71 ±0.06	1.74 ±0.05	1.93 ±0.05
Pseudosermyle sp. 6	Alveolar	Por caída	Doliforme	Coliculada con espinas umbeliformes	Verrugosa	2.58 ±0.07	1.62 ±0.04	1.83 ±0.04

Tabla 11

Comparación entre estructuras coriónicas entre especies y grupos. Porcentaje de cobertura de la longitud de lámina micropilar en la longitud de la cápsula (% de mpl/L).

Grupos	Opérculo	Lámina micropilar (mp)
	Ornamentación	Ángulo opercular	Capas	Forma	Ornamentación	% de mpl/L	Relieve micropilar	Forma lámina micropilar interna
Grupo 1	Variable	+ 55°	1	Lemniscata	Similar a la cápsula	40	Variable	Abierta con línea media
Pseudosermyle sp. 1	Estructura solitaria	+ 55°	1	Lemniscata	Similar a la cápsula	43.98	Presen-te	Abierta con línea media
Pseudosermyle sp. 2	Similar a la cápsula	+ 55°	1	Lemniscata	Similar a la cápsula	38.63	Ausente	Abierta con línea media
Pseudosermyle sp. 3	Disposición radial	+ 55°	1	Lemniscata	Similar a la cápsula	36.34	Presen-te	Abierta con línea media
Grupo 2	Similar a la cápsula	+ 40°	2	Variable	Distinta a la cápsula	17	Ausente	Paralela sin línea media
Pseudosermyle tridens	Similar a la cápsula	+ 40°	2	Triangular	Distinta a la cápsula	16.7	Ausente	Paralela sin línea media
Pseudosermyle sp. 4	Similar a la cápsula	+ 40°	2	Circular	Distinta a la cápsula	17.57	Ausente	Paralela sin línea media
Grupo 3	Similar a la cápsula	≈ 0°	1	Oblonga	Similar a la cápsula	50	Ausente	Abierta con línea media
Pseudosermyle carinulata	Similar a la cápsula	≈ 0°	1	Oblonga	Similar a la cápsula	49.46	Ausente	Abierta con línea media
Pseudosermyle striata	Similar a la cápsula	≈ 0°	1	Oblonga	Similar a la cápsula	47.51	Ausente	Abierta con línea media
Pseudosermyle sp. 5	Similar a la cápsula	≈ 0°	1	Oblonga	Similar a la cápsula	53.23	Ausente	Abierta con línea media
Nooxapty isabelae	Similar a la cápsula	≈ 0°	1	Oblonga	Similar a la cápsula	45.72	Ausente	Abierta con línea media
Grupo 4	Acomodo de estructuras	≈ 0°	1	Variable	Variable	30	Varia-ble	Abierta con línea media
Pseudosermyle phalangiphora	Estructura solitaria	≈ 0°	1	Oblonga	Distinta a la cápsula	30.885	Ausente	Abierta con línea media
Pseudosermyle procera	Anillo	≈ 0°	1	Elíptica	Distinta a la cápsula	25.11	Presen-te	Abierta con línea media
Pseudosermyle sp. 6	Anillo	≈ 0°	1	Oblonga	Similar a la cápsula	26.55	Ausente	Abierta con línea media

Tabla 12

Comparación entre estructuras coriónicas entre especies y grupos. Lámina micropilar (mp).

Grupos	‍Borde	Tubérculo micropilar	Copa micropilar	Línea media externa
	‍Forma	Posición	‍Forma	Posición	Presencia	Ornamentación	Longitud
Grupo 1	‍Carina que se ensancha hacia la parte posterior	Hacia la copa micropilar	‍Variable	Fusionada al borde de mp	Presente	Variable	Corta (no llega al área polar)
Pseudosermyle sp. 1	‍Carina que se ensancha hacia la parte posterior	Hacia la copa micropilar	‍Triángulo invertido	Fusionada al borde de mp	Presente	Carina	Corta (no llega al área polar)
Pseudosermyle sp. 2	‍Carina que se ensancha hacia la parte posterior	Hacia la copa micropilar	‍Triángulo invertido	Fusionada al borde de mp	Presente	Cambio de textura	Corta (no llega al área polar)
Pseudosermyle sp. 3	‍Carina que se ensancha hacia la parte posterior	Hacia la copa micropilar	‍Matraz invertido	Fusionada al borde de mp	Presente	Sucesión de estructuras	Corta (no llega al área polar)
Grupo 2	‍Variable	En la mitad de la copa micropilar	‍Carina	Ausente	Ausente	No aplica	No aplica
Pseudosermyle tridens	‍Cambio de textura	En la mitad de la copa micropilar	‍Carina	Ausente	Ausente	No aplica	No aplica
Pseudosermyle sp. 4	‍Ligera elevación	En la mitad de la copa micropilar	‍Carina	Ausente	Ausente	No aplica	No aplica
Grupo 3	‍Variable	Hacia la copa micropilar	‍Variable	Separada del borde de mp	Presente	Variable	Variable
Pseudosermyle carinulata	‍Surco	Hacia la copa micropilar	‍Rectangular	Separada del borde de mp	Presente	Carina	Larga (llega al área polar)
Pseudosermyle striata	‍Carina	Hacia la copa micropilar	‍Triángulo invertido	Separada del borde de mp	Presente	Carina	Larga (llega al centro del área polar)
Pseudosermyle sp. 5	‍Superficie lisa	Hacia la copa micropilar	‍Rectangular	Separada del borde de mp	Presente	Carina	Larga (llega al área polar)
Nooxapty isabelae	‍Carina	Hacia la copa micropilar	‍Forma de y	Separada del borde de mp	Presente	Sucesión de estructuras	Larga (llega al centro del área polar)
Grupo 4	‍Carina	Hacia la copa micropilar	‍Variable	Fusionada al borde de mp	Variable	Variable	Variable
Tabla 12. Continúa
Grupos	‍Borde	Tubérculo micropilar	Copa micropilar	Línea media externa
	‍Forma	Posición	‍Forma	Posición	Presencia	Ornamentación	Longitud
Pseudosermyle phalangiphora	‍Carina	Hacia la copa micropilar	‍Semiesfera	Fusionada al borde de mp	Presente	Carina	Larga (llega al área polar)
Pseudosermyle procera	‍Carina	Hacia la copa micropilar	‍Semiesfera	Fusionada al borde de mp	Ausente	No aplica	No aplica
Pseudosermyle sp. 6	‍Carina	Hacia la copa micropilar	‍Triángulo invertido	Fusionada al borde de mp	Presente	Sucesión de estructuras	Larga (llega al área polar)

Pseudosermyle grupo 1 

Huevo: adhesivo, adherido individualmente sobre una superficie (fig. 5B). Medidas en mm (n = 36): L = 3.37 ± 0.23 (3.02-3.99), W = 1.5 ± 0.09 (1.14-1.6), H = 1.64 ± 0.07 (1.42-1.75), mpl = 1.34 ± 0.12 (1.09-1.53), mpw = 0.69 ± 0.08 (0.51-0.87), oph = 0.99 ± 0.12 (0.8-1.27) y opw = 0.76 ± 0.08 (0.62-0.91). Opérculo orientado en + 55° aproximadamente. Lámina micropilar en forma de lemniscata u oblonga con el centro constreñido; con una longitud aproximada entre más de un tercio y menos de la mitad de la longitud de la cápsula. Lámina micropilar interna abierta con línea media (fig. 6A-C).

Especies incluidas: Pseudosermyle sp. 1, Pseudo-
sermyle sp. 2 y Pseudosermyle sp. 3.

Pseudosermyle sp. 1 (figs. 1, 6A, 7A, 8, 9)

Material examinado: 11 huevos. México. Edo. de México, Valle de Bravo, Arriba cueva, 19°5’32.928” N, 100°4’19.848” O, 2,260 m snm [voucher: PHMX 349-358 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm: (n = 11) L= 3364.63 ± 124.11 (3029.5-3467.5), W = 1509.77 ± 67.84 (1350.5-1606), H = 1662.4 ± 57.39 (1569.5-1752), mpl = 1479.9 ± 52.54 (1350.5-1533), mpw = 643.72 ± 63.79 (511-730), oph = 1144.77 ± 100.98 (912.5-1277.5), opw = 826.22 ± 85.24 (620.5-912.5), %h/l (elongación) = 49.44 ± 1.97 (46.23-53.01), %w/h (compresión) = 90.86 ± 4 (84.09-97.67). 

Microestructura: (n = 1) (figs. 8, 9) cápsula de superficie granulosa (fig. 8A, B), con granos formados por basamentos piramidales de 6-8 niveles (fig. 8E, F); la longitud varía entre 37.18-59.04 μm. En toda la superficie se observa un patrón de terrazas (polígonos irregulares y escalonados, en su mayoría rectangulares), que pueden o no formar los gránulos (fig. 8E). El huevo suele estar cubierto (cuando es ovipuesto) por una sustancia adherente o pegajosa que presenta rugosidades irregulares y separadas, suele cubrir la mitad ventral (fig. 8C, D); las arrugas son lisas (fig. 8D). Lámina micropilar con ornamentación y textura similar a la cápsula (fig. 9A). Borde a manera de una carina con 66 μm de amplitud (fig. 9D), tiende a ensancharse hacia la copa micropilar (fig. 9C). Tubérculo micropilar como un triángulo invertido, con 286 μm de longitud y 198 μm de amplitud (fig. 9C). Copa micropilar con forma de ‘y’, fusionada al borde, con 362 μm de amplitud y 39 μm de grosor (fig. 9C). Línea media como una carina de 40 μm de amplitud (figs. 8C, 9B). Las estructuras antes mencionadas, salvo la superficie de la lámina micropilar (fig. 9E), son de textura rugosa. Opérculo de superficie rugosa, con arrugas que forman una elevación a manera de semicírculo en la región anterior; la textura de las arrugas es verrugosa (fig. 9F). 

Pseudosermyle sp. 2 (figs. 1, 6B, 7B, 10, 11)

Material examinado:19 huevos. México, Ciudad de México, Coyoacán, REPSA, Espacio Escultórico-Caseta de vigilancia, 19°19’3.4824” N, 99°11’5.4744” O, 2,311 m snm [voucher: PHMX 304-322 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm: (n = 19)L = 3246.57 ± 87.28 (3102.5-3467.5), W = 1544.52 ± 51.69 (1460-1606), H = 1646.34 ± 64.25 (1533-1752), mpl = 1254.44 ± 94.4 (1095-1460), mpw = 714.63 ± 82.8 (620.5-876), oph = 929.78 ± 49.22 (803-985.5), opw = 718.47 ± 63.28 (620.5-839.5), %h/l (elongación) = 50.73 ± 2.18 (48.31-56.47), %w/h (compresión) = 93.86 ± 2.59 (89.36-100). 

Microestructura: (n = 1) (figs. 10, 11) cápsula de superficie coliculado-granulosa (fig. 10A, B), con granos formados por basamentos piramidales de 4-6 niveles; la longitud varía entre 24.66-34.39 μm (fig. 10E, F). En toda la superficie se presenta un patrón de polígonos irregulares y escalonados —en su mayoría rectangulares, que pueden o no formar los gránulos (fig. 10E); en ciertas regiones hay máculas irregulares de textura escabriculosa. El huevo suele estar cubierto (cuando es ovipuesto) por una sustancia pegajosa que muestra rugosidades irregulares y muy cercanas entre sí, suele cubrir la mitad ventral (fig. 10B, C); las arrugas son lisas (fig. 10D). Lámina micropilar con ornamentación similar al patrón presente en la superficie de la cápsula (fig. 11A), con secciones irregulares de textura escabriculosa (fig. 11E). Borde como una carina de 73 μm de amplitudl (fig. 11D) y tiende a ensancharse hacia la copa micropilar (fig. 11C), con textura papilada (fig. 11D). Tubérculo micropilar como un triángulo invertido, con 282 μm de longitud y 136 μm de amplitud (fig. 11C); textura similar a la presente en la superficie de la cápsula (fig. 11C). Copa micropilar con forma de ‘v’, fusionada al borde, con 321 μm de amplitud y 45 μm de grosor, de superficie rugosa (fig. 11A, C). Línea media con 533 μm de longitud y 61 μm de amplitud (figs. 10C, 11B); de textura tuberculosa al centro y escabriculosa en la unión con la cápsula (fig. 11B) – esta línea media exhibe un cambio de texturas en la cápsula. Opérculo de textura rugulosa que forma secciones poligonales de grupos de protuberancias (fig. 11F).

Pseudosermyle sp. 3 (figs. 1, 6C, 7C, 12, 13)

Material examinado: 6 huevos. México, Jalisco, La Huerta, alrededores EB Chamela, 19°29’57.516” N, 105°2’41.424” O, 87 m snm [voucher: PHMX 323-328 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm: (n = 6) L = 3809.7 ± 169.27 (3626.1-3993.3), W = 1384.65 ±127.91 (1147.5-1514.7), H = 1591.2 ± 94.81 (1422.9-1689.3), mpl = 1384.65 ± 79.05 (1239.3-1468.8), mpw = 749.7 ± 55.58 (688.5-826.2), oph = 956.25 ± 98.08 (872.1-1101.6), opw = 772.65 ± 73.53 (688.5-872.1), %h/l (elongación) = 41.76 ± 1.65 (39.24-,43.75) y %w/h (compresión) = 86.95 ± 5.21 (80.64-94.28). 

Microestructura: (n = 1) (figs. 12, 13) cápsula de superficie rugosa, con arrugas irregulares de longitud 54.04-148.04 μm y amplitud de 28.19-53.26 μm (fig. 12A, B); unidas por una especie de membrana (fig. 12D). Los espacios entre las arrugas están saturados de gránulos con diámetro 28.19-42.29 μm (fig. 12D, F), éstos suelen estar muy juntos hacia el dorso y más separados hacia los lados; en las superficies laterales se ven algunos niveles, como si fuesen basamentos piramidales (fig. 12E). El huevo suele estar cubierto (cuando ovipuesto) por una sustancia adherente que exhibe rugosidades irregulares y muy cercanas, suele cubrir la mitad ventral (fig. 12B, C); las arrugas son lisas (fig. 12D). Lámina micropilar con ornamentación y textura similar a la cápsula, salvo que las arrugas están hacia el centro (fig. 13E) y los gránulos hacia la periferia (fig. 13A).

Borde de textura escabriculosa elevada a manera de carina, con 77 μm de amplitud (fig. 13D). Tubérculo micropilar en forma de matraz invertido con 381 μm de longitud y 237 μm de amplitud, de textura rugosa (fig. 13C). Copa micropilar con forma de ‘v’, fusionada al borde, con 437 μm de amplitud y 97 μm de grosor, de textura rugosa (fig. 13C). Línea media con 351 μm de longitud y 98 de amplitud; como una serie de arrugas elevadas con una textura escabriculosa en el centro (figs. 12C, 13B). Opérculo con espacio entre las arrugas radiales; hacia la periferia es granuloso como la cápsula y hacia el centro de las arrugas la textura es rugosa, pero sin formar arrugas del tamaño y forma a las que rodean esta zona (fig. 13F).

Pseudosermyle grupo 2

Huevo: adhesivo con oviposición en ooteca (fig. 5C). Medidas en mm (n = 35): L = 3.6 ± 0.08 (3.44-3.71), W = 1.3 ± 0.06 (1.14-1.37), H = 1.46 ± 0.06 (1.33-1.6), mpl = 0.61 ± 0.09 (0.32-0.73), mpw = 0.53 ± 0.07 (0.22-0.59), oph = 0.79 ± 0.06 (0.64-0.87) y opw = 0.74 ± 0.05 (0.64-0.82). Opérculo orientado hacia la superficie dorsal en + 40° aproximadamente. Lámina micropilar reducida, con una longitud cercana a un sexto de la longitud de la cápsula. Lámina micropilar interna paralela sin línea media (fig. 6D, E).

Especies incluidas: Pseudosermyle tridens (Burmeister, 1838) y Pseudosermyle sp. 4. 

Pseudosermyle tridens (Burmeister, 1838)(figs. 1, 6D, 7D, 14, 15)

Material examinado: 20 huevos disecados y 3 ootecas. México, Morelos, Ayala, Venustiano Carranza esquina Iturbide, Cruz Verde, 18°45’36.6264” N, 98°58’33.9528” O, 1,295 m snm [voucher: PHMX 329-348, 616-618 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm: (n = 20) L = 3597 ± 99.7 (3442.5-3717.9), W = 1282.6 ± 70.4 (1147.5-1377), H = 1444 ± 52.4 (1331.1-1514.7), mpl = 600.7 ± 74.7 (459-688.5), mpw = 528.3 ± 50.3 (367.2-596.7), oph = 741.7 ± 37.2 (642.6-826.2), opw = 778.2 ± 27.8 (734.4-826.2), %h/l (elongación) = 40.14 ± 1.09 (38.27-41.77), %w/h (compresión) = 88.89 ± 5.28 (78.12-100).

Microestructura: (n = 1) (figs. 14, 15) cápsula con superficie dorsal cubierta por paralelepípedos (fig. 14A, B) con longitudes de arista entre 6-9.5 μm (fig. 14E, F). En las superficies laterales y ventrales es lisa (fig. 14C, D). Lámina micropilar en general con textura lisa hacia el centro (fig. 15A); con tendencia a formar fibras que se vuelven una retícula hacia la periferia (fig. 15B). Tubérculo micropilar lineal, liso, con 273 μm de longitud y 108 μm de amplitud aproximadamente (fig. 15C). El borde es el límite entra las texturas de la lámina micropilar y la cápsula. Sin copa micropilar, ni línea media. Opérculo de textura como en la cápsula (fig. 15D).

Pseudosermyle sp. 4 (figs. 1, 6E, 7E, 16, 17)

Material examinado: 15 huevos disecados y 3 ootecas. México, Guanajuato, Silao de la Victoria, Villa Esmeralda, 20°57’13.212” N, 101°26’0.996” O, 1,782 m snm [voucher: PHMX 359-373, 423-425 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm: (n = 15) L= 3604.68 ± 54.49 (3488.4-3672), W= 1324.98 ± 48.65 (1239.3-1377), H = 1499.4 ± 72.91 (1377-1606.5), mpl = 633.42 ± 107.22 (321.3-734.4), mpw = 535.5 ± 96.07 (229.5-596.7), oph = 859.86 ± 21.01 (826.2-872.1), opw = 694.62 ± 29.37 (642.6-734.4), %h/l (elongación) = 41.61 ± 2.29 (38.46-46.05), %w/h (compresión) = 88.57 ± 5.66 (79.41-100).

Microestructura: (n = 1) (figs. 16, 17) cápsula de superficie dorsal cubierta por paralelepípedos (fig. 16A, B), con longitudes de arista entre 1-3 μm (fig. 16E, F). En las superficies laterales y ventral con una reducción gradual de los paralelepípedos (fig. 16C, D). Lámina micropilar en general de textura lisa hacia el tubérculo micropilar; hacia el borde es rugosa (fig. 17A). Tubérculo micropilar liso, con 321 μm de longitud y 136 μm de amplitud aproximadamente (fig. 17C).

El borde es una ligera elevación que rodea la lámina micropilar y se encuentra abierto en el área polar (figs. 16C, 17A); su textura es rugosa (fig.17B), de aproximadamente 64 μm de amplitud. Sin copa micropilar, ni línea media (figs. 16C, 17A). Opérculo de textura como en la cápsula (fig. 17D). 

Pseudosermyle grupo 3 

Huevo: alveolar, de oviposición por caída (fig. 5A), doliforme. Medidas en mm (n = 79): L = 2.14 ± 0.14 (1.82-2.41), W = 1.44 ± 0.11 (1.14-1.64), H = 1.61 ± 0.1 (1.38-1.79), mpl = 1.03 ± 0.09 (0.85-1.26), mpw = 0.5 ± 0.07 (0.38-0.64), oph = 1.05 ± 0.09 (0.82-1.29) y opw = 0.89 ± 0.09 (0.67-1.05). Lámina micropilar en general oblonga y con una longitud cercana a la mitad de la longitud de la cápsula. Lámina micropilar interna abierta con línea media (fig. 6F-I).

Especies incluidas: Pseudosermyle carinulata (Brunner von Wattenwyl, 1907), P. striata (Burmeister, 1838), Pseudosermyle sp. 5 y se incluye a Nooxapty isabelae López-Mora et Llorente-Bousquets, 2023 como parte de este grupo debido a su similitud coriónica, aunque la microestructura es más especializada.

Pseudosermyle carinulata (Brunner von Wattenwyl, 1907) (figs. 1, 6F, 7F, 18, 19)

Material examinado: 7 huevos. México, Edo. de México, Valle de Bravo, bajo mesa, 19°5’9.96” N, 100°4’35.94” O, 2, 201 m snm [voucher: PHMX 416-422 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm: (n = 7) L = 1961.4 ± 89.35 (1822.8-2058), W = 1327.2 ± 82.15 (1176-1411.2), H = 1528.8 ± 83.15 (1381.8-1587.6), mpl = 970.2 ± 48 (911.4-1029), mpw = 399 ± 23.13 (382.2-441), oph = 919.8 ± 50.1 (823.2-970.2), opw = 806.4 ± 41.07 (735-852.6), %h/l (elongación) = 77.93 ± 1.96 (74.6-79.41), %w/h (compresión) = 86.78 ± 1.4 (84.9-88.88). 

Microestructura: (n = 1) (figs. 18, 19) cápsula de superficie granulosa (fig. 18A, B), con gránulos de diámetro entre 25.7-50.3 μm (fig. 18D), toda la superficie está cubierta por proyecciones digitiformes de altura entre 1.2-2.1 μm y una separación entre ellos de 0.7-3 μm (fig. 18E, F). Lámina micropilar de superficie como en la cápsula (fig. 19A), aunque los gránulos son de textura verrugosa (fig. 19E), el espacio entre los gránulos muestra la misma textura que aquellos de la cápsula (fig. 19E). Borde de una superficie con gránulos menos marcados y con un surco circumperiférico que lo separa del centro de la lámina micropilar (fig. 19A, D), con proyecciones digitiformes muy separadas, mide 76 μm de amplitud. Tubérculo micropilar como una giba más o menos rectangular de 97 μm de longitud y 69 μm de amplitud, su textura es verrugosa (figs. 18A, 19A). Copa micropilar separada del borde, con forma de ‘u’ abierta de 145 μm de amplitud y 22 μm de grosor (fig. 19C). Línea media como una carina de 31 μm de amplitud (figs. 18C, 19B). Las últimas 2 estructuras son de textura verrugosa. Opérculo de superficie granulosa (fig. 19F); la textura de los gránulos es similar a los que tiene la cápsula.

Pseudosermyle striata (Burmeister, 1838) (figs. 1, 6G, 7G, 20, 21)

Material examinado: 45 huevos. México, Puebla, Cuetzalan del Progreso, camino a Tzinacapan, 20°0’59.6088” N, 97°32’23.388” O, 657 m snm [voucher: PHMX 259-303 depositados en CNIN y MZFC]

Medidas en μm: (n = 45) L = 2212.18 ± 91.94 (2028.6-2410.8), W = 1486.98 ± 60.92 (1323-1587.6), H = 1641.82 ± 73.35 (1470-1764), mpl = 1051.21 ± 101.48 (852.6-1264.2), mpw = 529.2 ± 36.54 (441-588), oph = 1069.5 ± 56.16 (940.8-1176), opw = 939.49 ± 51.28 (793.8-1058.4), %h/l (elongación) = 74.21 ± 3.24 (67.53-81.69), %w/h (compresión) = 90.56 ± 3.1 (81.35-98.03).

Microestructura: (n = 1) (figs. 20, 21) cápsula de superficie rugosa en general (fig. 20A, B), con arrugas que varían en tamaño entre 70-170 μm de longitud y 10-45 μm de amplitud (fig. 20D); estas estructuras están cubiertas por una retícula (fig. 20E) donde en cada intersección se produce una proyección cilíndrica o cónica de 1-3 μm de alto y una separación entre ellas de 1-3 μm (fig. 20F); con gránulos alrededor de la lámina micropilar cuyo diámetro mide entre 20-28 μm (figs. 20A, 21A), con textura similar a las arrugas. Lámina micropilar de textura rugosa (fig. 21E), con las arrugas hacia el centro y coliculada hacia el borde (fig. 21A). Borde a modo de carina periférica (fig. 21A); mide 13 μm de amplitud (fig. 21D).

Tubérculo micropilar en forma de triángulo invertido, mide 191 μm de longitud y 128 μm de amplitud (fig. 21A). Copa micropilar separada del borde, con forma de ‘u’ abierta; comienza donde termina el borde, mide 171 μm de amplitud y 24 μm de grosor (fig. 21C). Línea media es una carina con un surco en medio a lo largo, mide 56 μm de amplitud (figs. 20C, 21B). La textura de todas las estructuras anteriores es similar a la que exhiben las arrugas de la cápsula. Opérculo de composición similar a la cápsula, las arrugas suelen ser menos prominentes hacia el centro, el borde del opérculo es una carina periférica (fig. 21F). La textura es similar a la que poseen las arrugas de la cápsula. 

Pseudosermyle sp. 5 (figs. 1, 6H, 7H, 22, 23)

Material examinado: 15 huevos. México, Puebla, Cuetzalan del Progreso, camino a Tzinacapan, 20°0’59.6088” N, 97°32’23.388” O, 657 m snm [voucher: PHMX 374-388 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm: (n = 15) L = 1969.8 ±89.58 (1822.8-2087.4), W= 1277.92 ± 59.7 (1146.6-1352.4), H = 1495.48 ± 39.85 (1440.6-1587.6), mpl = 1048.6 ± 99.8 (911.4-1234.8), mpw = 392 ± 14.34 (382.2-411.6), oph = 966.28 ± 39.85 (911.4-1029), opw = 746.76 ± 45.54 (676.2-823.2), %h/l (elongación) = 76 ± 2.32 (71.83-79.36), %w/h (compresión) = 85.44 ± 3.02 (79.59-90). 

Microestructura: (n = 1) (figs. 22, 23) cápsula de superficie rugosa en general (fig. 22A, B), con arrugas que varían en tamaño, mide entre 67-185 μm de longitud y 9-35 μm de amplitud (fig. 22D, E); estas estructuras están cubiertas por una textura rugulosa con orificios irregulares que varían en diámetro de 0.5-3.2 μm (fig. 22F). Lámina micropilar de superficie como en la cápsula (fig. 23A, E). Borde como un surco de 4.8 μm de amplitud (fig. 23D). Tubérculo micropilar como una giba más o menos rectangular, con 123 μm de longitud y 69 μm de amplitud (fig. 23A). Copa micropilar separada del borde, en forma de ‘u’ abierta, mide 187 μm de amplitud y 54 μm de grosor (fig. 23C). Línea media a modo de carina, mide 35 μm de amplitud (figs. 22C, 23B). La textura es similar a la que muestran las arrugas de la cápsula. Opérculo rugoso (fig. 23F), con arrugas similares a las que exhibe la cápsula y con la misma textura.

Nooxapty isabelae López-Mora et Llorente-Bousquets, 2023 (figs. 1, 6I, 7I, 24, 25)

Material examinado:12 huevos. México, Oaxaca, Totontepec Villa de Morelos, curva 1 Amatepec-Chinantequilla, 17°17’5.46” N, 95°59’18.1032” O, 1,562 m snm [voucher: PHMX 389-400 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm (n = 12): L = 2234.4 ± 77.27 (2116.8-2352), W = 1538.6 ± 66.72 (1440.6-1646.4), H = 1724.8 ± 84.4 (1558.2-1793.4), mpl = 1021.65 ± 39.88 (970.2-1087.8), mpw = 590.45 ± 29.28 (558.6-646.8), oph = 1200.5 ± 66.13 (1087.8-1293.6), opw = 980 ± 60.55 (882-1058.4), %h/l (elongación) = 77.2 ± 3.18 (72.6-84.72), %w/h (compresión) = 89.28 ± 3.41 (72.6-84.72). 

Microestructura: (n = 1) (figs. 24, 25) cápsula de superficie espinosa (fig. 24A, B); espinas de diámetro entre 21-38 μm y altitud entre 81-211.5 μm (fig. 24A-D). Toda la superficie está cubierta por proyecciones digitiformes de altura entre 1.5-4.5 μm y una separación entre ellos de 1.7-4.4 μm (fig. 24D-F).

Lámina micropilar cuya ornamentación y textura es similar a la cápsula (fig. 25A). Borde a modo de carina, con una sucesión de espinas unidas (similares a las de la cápsula) (fig. 25A, D). Tubérculo micropilar en forma de ‘y’, a manera de sucesión de espinas; mide 351 μm de longitud total, 199 μm de longitud hasta la bifurcación y 145 μm de longitud en cada brazo de la ‘y’, mide 27 μm de grosor (fig. 25A). Copa micropilar separada del borde, como una ‘u’ abierta, las espinas del borde acaban en los límites de la copa micropilar; mide 153 μm de amplitud y 24 μm de grosor (fig. 25C). Línea media a modo de sucesión de espinas solitarias (figs. 24C, 25B), de amplitud igual al diámetro de las mismas (21-38 μm). La textura en todas las estructuras anteriores es similar a la que posee la cápsula (fig. 25E). Opérculo espinoso con la misma composición, textura y medidas que las espinas de la cápsula; el borde carece de espinas y exhibe un surco que encierra a todas las espinas (fig. 25F). 

Pseudosermyle grupo 4

Huevo: alveolar, de oviposición por caída (fig. 5A), doliforme. 

Medidas en mm: (n = 105) L = 2.68 ± 0.09 (2.37-2.92), W = 1.69 ± 0.08 (1.38-1.89), H = 1.87 ± 0.08 (1.38-1.89), mpl = 0.74 ± 0.08 (0.58-0.94), mpw = 0.4 ± 0.08 (0.25-0.54), oph = 1.43 ± 0.11 (1.16-1.75) y opw = 1.16 ± 0.09 (0.94-1.42). Lámina micropilar en general oblonga y de longitud cercana a un tercio de la longitud de la cápsula, lámina micropilar interna abierta con línea media (fig. 6J-L).

Especies incluidas: Pseudosermyle phalangiphora (Rehn, 1907), P. procera Conle, Hennemann et Fontana, 2007 y Pseudosermyle sp. 6.

Pseudosermyle phalangiphora (Rehn, 1907) (fig. 1, 6J, 7J, 26, 27)

Material examinado: 45 huevos. México, Veracruz, San Andrés Tuxtla, camino viejo EBTLT, 18°35’9.89988” N, 95°4’31.8” O, 143 m snm [voucher: PHMX 169-213 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm: (n = 45) L = 2686.4 ± 101.28 (2372.5-2920), W = 1657.1 ± 82.86 (1387-1898), H = 1826.62 ± 85.58 (1496.5-2007.5), mpl = 829.76 ± 59.46 (693.5-949), mpw = 478.55 ± 42.06 (401.5-547.5), oph = 1460.81 ± 122.66 (1168-1752), opw = 1176.11 ± 113.27 (1022-1423.5), %h/l (elongación) = 68.01 ± 2.52 (63.07-75.34), %w/h (compresión) = 90.76 ± 3.23 (84.61-101.96). 

Microestructura: (n = 1) (figs. 26, 27) cápsula de superficie gibosa (fig. 26A, B), con gibas irregulares de diámetro entre 197.05-352.94 μm; suelen exhibir entre 1 y 4 poros de diámetro aproximado de 24 μm (fig. 26D), en el centro de este poro se produce una espina sombrilla (fig. 26D, E) de altura aproximada entre 44-48 μm, cuya amplitud es de 5 μm; la sombrilla de la espina formada por varios lóbulos es de diámetro aproximado de 18 μm (fig. 26E). La textura de la superficie dorsal es foveada (fig. 26D), con fóveas de 20 μm aproximadamente; éstas a su vez están punteadas con orificios de 0.5-1.8 μm de diámetro (fig. 26F); en el área polar en lugar de fóveas se forman gránulos (fig. 26C) de diámetro entre 12.5-17.18 μm.

Lámina micropilar con superficie coliculada (fig. 27A) y textura rugulosa (fig. 27E). Borde como una carina de 207 μm de amplitud (fig. 27D); textura similar a la cápsula. Tubérculo micropilar similar a una media esfera de 114 μm de longitud y 153 μm de amplitud (fig. 27A); ornamentación similar a la lámina micropilar. Copa micropilar fusionada al borde con forma de ‘u’, mide 230 μm de amplitud y 129 μm de grosor (fig. 27C). Línea media a modo de carina de 179 μm de amplitud (figs. 26C, 27B). La textura de estas últimas 2 estructuras es similar a la cápsula. Opérculo muestra una giba al centro, mide 73-182 μm de longitud y entre 365-547 μm de amplitud, cuya altura es de 474-839 μm; está giba puede exhibir una muesca al centro, con esto adquiere una apariencia de pequeño cráter; en la cúspide presenta poros con espinas sombrilla del mismo tamaño y forma que los de la cápsula (fig. 27F). La textura es similar a la cápsula; en el borde se forma una carina circumperiférica (fig. 27F).

Pseudosermyle procera Conle, Hennemann et Fontana, 2007 (figs. 1, 6K, 7K, 28, 29)

Material examinado: 45 huevos. México, Veracruz, San Andrés Tuxtla, camino viejo EBTLT, 18°35’9.89988” N, 95°4’31.8” O, 143 m snm [voucher: PHMX 214-258 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm: (n = 45) L = 2715.6 ± 61.47 (2555-2810.5), W = 1747.13 ± 54.80 (1606-1825), H= 1933.68 ± 54.18 (1788.5-2044), mpl = 682.14 ± 41.77 (584-766.5), mpw = 346.34 ± 55.36 (255.5-438), oph = 1464.05 ± 83.16 (1314-1642.5), opw = 1180.16 ± 57.18 (1095-1277.5), %h/l (elongación) = 71.24 ± 2.06 (67.1-76.71), %w/h (compresión) = 90.36 ± 2.06 (83.92-94.33). 

Microestructura: (n = 1) (figs. 28, 29) cápsula con superficie verrugosa (fig. 28A, B), cuyas verrugas miden de diámetro entre 40.8-289.32 μm, de textura rugulosa (fig. 28D, E), compuesta por protuberancias de diámetro de 2.42-8.53 μm (fig. 28E); entre las verrugas la superficie es foveada (fig. 28D), con fóveas de 17.68-28.06 μm de diámetro, e igual que las verrugas son de textura rugulosa (fig. 28F). Lámina micropilar de superficie escasamente coliculada (fig. 29A); textura rugulosa como la cápsula (fig. 29D). Borde a modo de carina (fig. 29A), mide 42 μm de amplitud, textura como en la cápsula (fig. 29C). Tubérculo micropilar como una media esfera de 61 μm de longitud y 80 μm de amplitud (fig. 29A); textura similar a la lámina micropilar. Copa micropilar fusionada al borde (fig. 29B), con forma de ‘u’, de 230 μm de amplitud y 159 μm de grosor, cuya textura es rugulosa. Sin línea media evidente. Opérculo con ornamentación similar a la cápsula, las verrugas forman un anillo periférico (fig. 29E); al centro la superficie es coliculada, pero mantiene la textura rugulosa (fig. 29F).

Pseudosermyle sp. 6 (figs. 1, 6L, 7L, 30, 31)

Material examinado: 15 huevos. México, Oaxaca, Santiago Choápam, curva Choápam-Latani, 17°22’39.9144” N, 95°54’58.5144” O, 701 m snm [voucher: PHMX 401-415 depositados en CNIN y MZFC].

Medidas en μm:(n = 15) L = 2584.2 ± 77.05 (2482-2701), W = 1625.46 ± 43.33 (1569.5-16.79), H = 1834.73 ± 44.63 (1752-1898), mpl = 686.2 ± 31.45 (657-766.5), mpw = 347.96 ± 23.35 (292-365), oph = 1270.2 ± 41.84 (1168-1350.5), opw = 1085.26 ± 54.25 (949-1131.5), %h/l (elongación)= 71.01 ± 1.27 (68.49-72.85), %w/h (compresión) = 88.63 ± 2.81 (84.31-93.87). 

Microestructura: (n = 1) (figs. 30, 31) cápsula coliculada (fig. 30A, B) con gránulos de 31.30-51.20 μm de diámetro, superficie rugulosa con verrugas de 1.76-4.12 de diámetro (fig. 30D, F). Las espinas sombrilla por lo general en grupos de al menos 3 (fig. 30E), aunque en ocasiones se encuentran solitarias; su altura es de 47-51 μm, su amplitud entre 5.9-10 μm; la sombrilla de la espina está formada por un círculo con diámetro entre 47.64-59.24 μm (fig. 30E). Lámina micropilar con ornamentación similar a la cápsula, pero carece de espinas sombrilla (fig. 31A). Borde a modo de carina de 49 μm de amplitud (fig. 31A, D), su textura rugulosa (fig. 31D). Tubérculo micropilar como un triángulo invertido de 252 μm de longitud y 155 μm de amplitud (fig. 31A); textura similar a la lámina micropilar (fig. 31E). Copa micropilar fusionada al borde, en forma de ‘u’, mide 139 μm de longitud y 48 μm de grosor (fig. 31C), de textura rugulosa como la cápsula. Línea media como una sucesión de gránulos (fig. 31B), puede exhibir espinas sombrilla; de 322 μm de longitud y 89 μm de amplitud, de textura rugulosa. Opérculo con espinas sombrilla que forman un anillo concéntrico rodeado de textura coliculada; al centro presenta la misma textura y algunas espinas sombrilla (fig. 31F). 

Comportamiento de oviposición. Los grupos encontrados presentan 3 comportamientos distintos de oviposición: 1) por caída, para las especies: P. striata, P. carinulata, Pseudosermyle sp. 5 y Nooxapty isabelae del grupo 3 y P. phalangiphora, P. procera y Pseudosermyle sp. 6 del grupo 4 (fig. 5A); 2) pegados en sustrato, para las especies: Pseudosermyle sp. 1, Pseudosermyle sp. 2 y Pseudosermyle sp. 3 del grupo 1 (fig. 5B); y 3) agrupados en ooteca, para las especies: P. tridens y Pseudosermyle sp. 4 del grupo 2 (fig. 5C). 

Variabilidad morfológica del huevo. Los caracteres constantes entre los grupos son: tipo de oviposición, tipo de huevo, forma de la cápsula, ángulo opercular, número de capas presentes en el opérculo, porcentaje de cobertura de la longitud de la lámina micropilar (mpl) con respecto a la longitud de la cápsula (L), forma de la lámina micropilar interna y posiciones del tubérculo y copa micropilar. Por lo tanto, suponemos que son caracteres relevantes para identificar los grupos obtenidos por PCA y nos permiten definirlos. En contraste, los caracteres como ornamentación y textura de la cápsula, opérculo, lámina micropilar y línea media son caracteres variables entre especies, pero constantes entre los huevos de distintas hembras de la misma especie. Podemos suponer que estos caracteres son específicos (tablas 10-12). A continuación, se discuten a nivel de grupo los caracteres mencionados como específicos y algunas de sus posibles tendencias.

Discusión

Las especies dePseudosermyle presentan distintos tipos de morfología del huevo, lo que nos permite reconocer 4 grupos, con Nooxapty isabelae próximo al grupo 3. Se reconocen 2 tipos de huevo, alveolar (grupos 3 y 4) y adhesivos (grupos 1 y 2); con 3 comportamientos de oviposición: por caída (grupos 3 y 4), adheridos al sustrato (grupo 1) e incluidos en 1 ooteca (grupo 2); se admiten 4 grupos acorde a las medidas obtenidas por PCA, que coinciden con aquellos reconocidos cualitativamente con otras estructuras (morfología del macho y la hembra). Esta diferenciación permite proponer el reconocimiento de 4 unidades ovocíticas distintas dentro de Pseudosermyle. Se observó que dentro de cada grupo existen ciertas características comunes en la morfología del huevo (tablas 10-12); pero a su vez existen diferencias suficientes entre las especies que los conforman (tablas 10-12). Por lo tanto, se puede reconocer y diferenciar de manera inequívoca a cada especie y el grupo al que pertenece. Las ilustraciones de P. truncata y Bacteria cacica Kaup, 1871 (sinónimo deP. tridens [Hebard, 1932]) corresponden conel patrón del huevo que encontramos en el grupo 1.

En cambio, la ilustración provista por Zompro (2001) de P. tridens sigue el patrón del grupo 2, lo que sugiere queB. cacica fue sinonimizada equivocadamente conP. tridens por Hebard (1932). Consideramos que es indispensable revisar más organismos de estas 2 especies con la finalidad de examinar esta sinonimia posiblemente errónea y reconocer a B. cacica como especie válida. Por último, P. phalangiphora corresponde con el grupo 4; no obstante, la morfología coriónica ilustrada por Conle et al. (2007) no corresponde con la encontrada en el presente trabajo. Conle et al.(2007) mencionan que esta especie es muy variable en sus genitales, por ende, una revisión detallada es necesaria para clarificar si se trata de variación intraespecífica o bien de 2 especies distintas con algunos caracteres homoplásticos. 

Cabe destacar que en nuestro estudio se encontró un tipo de oviposición que previamente solo había sido registrado para la subfamilia Korinninae (hoy Necrosciinae) por Goldberg et al. (2015). Éste representa el segundo caso de formación de ooteca en Phasmatodea y a su vez una convergencia para ambos casos. Nuestros resultados representan el primer registro para América y el primero en la familia Diapheromeridae. Hay diferencia entre las ootecas de ambos taxones referente a la forma en la que los huevos están acomodados; mientras en Korinninae los huevos están acomodados de forma radial y se generan 4 cámaras, en nuestro caso, en el grupo 2de Pseudosermyle están acomodados en líneas sin formación de cámaras.

Debido a que las especies con ootecas, en este estudio, provienen de ambientes con temporada seca muy marcada como el matorral xerófilo y la selva baja subcaducifolia, deducimos que la formación de una ooteca con cápsula muy dura y ancha posiblemente evita que los huevos se desequen; tal como Salas-Araiza et al. (2013) reportan para algunos Acrididae hallados en matorral xerófilo, pues se trata de una adaptación a medios xéricos. Otro aspecto importante del fenómeno es que una condición previa a la formación de una ooteca es la presencia de huevos pegados a un sustrato, tal y como lo mencionan Robertson et al. (2018); en nuestro caso, también encontramos ese comportamiento de oviposición (grupo 1) en el mismo género donde se presentan ootecas. Para poner a prueba esta aseveración, es necesario realizar un análisis filogenético donde se incluyan más especies de Pseudosermyle y así examinar el proceso en términos de posibles tendencias evolutivas, de acuerdo con las secuencias reconocidas.

El huevo en Pseudosermyle es diferente en todas las especies respecto a su forma, texturas y la disposición de sus ornamentaciones, que son exclusivas de cada especie; además, estas características se agrupan en patrones más generales, que reconocemos como grupos. Asimismo, estos caracteres son constantes entre los huevos de distintas hembras de la misma especie. Dentro de Phasmatodea, las hembras de muchas especies son muy similares y el huevo ha sido un primer paso para reconocer si pertenecen a la misma o a distintas especies. A continuación, se listan los casos donde este carácter fue útil como primer paso en el reconocimiento de especies muy similares.

El primer caso corresponde con P. striata y Pseudosermyle sp. 5, donde son simpátridas e incluso los machos se parecen mucho. Al inicio, se pensó que pertenecían a la misma especie, hasta que se analizaron los huevos bajo el estereoscopio y el MEB. Se registró que los huevos eran diferentes en varios aspectos, como la ornamentación y la textura de la cápsula, la forma de la lámina micropilar y el opérculo. Entonces, para corroborar que se trataba de 2 especies distintas, se realizó la técnica descrita en materiales y método, con lo cual se confirmó nuestra hipótesis.

El segundo caso se dio entre P. phalangiphora y P. procera, que también son simpátridas. Se realizó el mismo procedimiento descrito en materiales y método. Las diferencias entre los huevos fueron la ornamentación de la cápsula, el opérculo y la presencia del relieve micropilar. En este caso, las diferencias entre machos eran conspicuas, así que la pregunta fue ¿cuál hembra y qué huevo correspondía a qué macho? Al igual que en el caso anterior, la respuesta se obtuvo al criar separadamente las ninfas eclosionadas de las 2 morfologías tal y como se describe en materiales y método. Después de obtener los adultos se pudo asignar a las hembras con sus respectivos machos y confirmar la continuidad morfológica con la reproducción. 

El tercer caso es entre P. tridens y Pseudosermyle sp. 4, las diferencias entre machos suelen ser igual de sutiles que las mostradas entre hembras. En ese caso, las especies no son simpátridas y se pensaba que ambas eran una única especie, pues presentaban oviposición en ooteca y morfología genital similar. Por esta causa se recurrió a la disección de hembras para obtener los huevos y realizar la comparación; entonces se encontraron las primeras diferencias, pues la lámina micropilar de P. tridens es circular y está cerca del centro de la cápsula; la lámina de Pseudosermyle sp. 4 es un triángulo invertido desplazado al área polar. Para corroborarlo se obtuvo la primera generación de Pseudosermyle sp. 4, donde las hembras y los machos presentaban la misma morfología que los parentales; también se observó que los huevos tenían la misma morfología. El cultivo de P. tridens no se logró; cabe mencionar que fue hasta la observación de los huevos que se pudo determinar a P. tridens, pues el huevo es similar a la ilustración de Zompro (2001).

Con estos casos verificamos que la afirmación de Robertson et al.(2018) sobre la especificidad del huevo a nivel de especie es cierta para este clado de Phasmatodea. Al seguir esta aseveración pudimos notar que la imagen presentada porConle et al.(2007) del huevo de P. phalangiphora de un cultivo de Belice, puede ser una especie distinta a la que reconocemos aquí como P. phalangiphora.

Sin embargo, es complicado conocer la identidad con certeza, pues los autores anteriores mencionan que esta especie presenta gran variabilidad en los caracteres masculinos y femeninos; en consecuencia, aquí reconocimos a los ejemplares que entraban dentro del rango de variabilidad de P. phalangiphora como esta especie, aunque una revisión más exhaustiva de los caracteres de ésta y otras poblaciones es indispensable.

Los grupos 1 y 3 exhiben gránulos, pero la diferencia entre sus texturas es lo que los diferencia, pues el grupo 1 presenta gránulos como basamentos piramidales y el grupo 3 como semicírculos. También se observa una tendencia a aumentar o disminuir el número de niveles en el basamento piramidal y por lo tanto el tamaño del gránulo en el grupo 1; por el momento, hacen falta estudios comparativos que incluyan más especies, para después postular una posible tendencia (aumentar o disminuir el número de niveles en los basamentos piramidales) a este carácter, después de un ulterior análisis filogenético. El grupo 2 presenta especies que carecen de copa micropilar y línea media. 

El grupo 3 se aproxima al género Nooxapty, por lo que se podría sugerir que al menos a nivel de medidas coriónicas son similares en forma. Este grupo exhibe gran variación en la microestructura coriónica de sus estructuras (tablas 10-12). La diferencia mayor entre Nooxapty y el grupo 3 es la presencia de espinas en el primero y de gránulos en el segundo. Se reconoce una tendencia de los gránulos a formar arrugas, pero se carece de hipótesis filogenética del género, que nos permita realizar una comparación precisa sobre tal tendencia. Además, el hecho que Nooxapty esté agrupado dentro de este grupo sugiere la necesidad de revisar estos caracteres bajo un enfoque filogenético, para aclarar si la similitud morfológica se debe a simplesiomorfías o a convergencia. Consideramos que un análisis filogenético nos permitiría contrastar y conocer los alcances de las medidas coriónicas, la ornamentación y la microestructura al momento de definir los géneros en Phasmatodea.

El grupo 4, al igual que el 3, exhibe gran variación en su microestructura coriónica (tablas 10-12). Bradler (2009) agrupa las 2 especies (P. phalangiphora y P. incongruens [Brunner von Wattenwyl, 1907]) dentro del género Pseudosermyle por presentar cercos asimétricos y con 2 ápices.Las demás, P. neptuna (Brunner von Wattenwyl, 1907), P. tridens (cercos con 3 ápices)y P. striata (con cercos simples), junto con este clado, forman un grupo monofilético a manera de peine, cuya sinapomorfía es la reducción del segundo esclerito del “poculum”. En particular, consideramos que tal variación en los cercos es muy grande y podría estar agrupando entidades distintas, por ejemplo, géneros distintos. En el presente trabajo mostramos evidencia que sustenta la formación de 4 grupos al usar la morfología coriónica y que cualitativamente observamos una correspondencia entre estos grupos y la morfología de los adultos. Sin embargo, se debe poner a prueba esta hipótesis bajo un enfoque filogenético que incluya más grupos de caracteres (v. gr. genitales internos) y especies. 

A grandes rasgos, los caracteres como textura, forma de tubérculo micropilar, borde de la lámina micropilar, línea media externa y ornamentación (tablas 10-12) son de utilidad específica entre las especies. Para hacer más robusta esta hipótesis es necesario poner a prueba estos caracteres bajo un análisis filogenético, en el cual se deben considerar más especies de cada grupo. En los análisis previos, los grupos 1, 2 y 3 solo están representados por una especie y el grupo 4 por 2 especies (Bradler, 2009); mientras que el grupo 4 se ha incluido en análisis que consideran a todo Phasmatodea (Goldberg et al. 2015; Robertson et al. 2018) y Pseudosermyle no se incluyó en los análisis de Whiting et al. (2003) y Bradler et al. (2014), pese a ser el género con mayor diversidad en América del Norte (de Luna, 2022); esto evidencia la falta de información en un género tan ampliamente distribuido.

Medidas coriónicas. Cuando aplicamos PCA a las medidas de huevo (L, W, H, mpl, mpw, oph y opw) obtuvimos 4 agrupaciones, que corresponden con los patrones generales del huevo explicados anteriormente. Al revisar la contribución de las variables a cada componente (fig. 4), nos percatamos de que la longitud de la cápsula (L), la altitud (oph) y amplitud (opw) del opérculo, así como la longitud micropilar (mpl) son las medidas coriónicas que mejor explican la variación de la forma del huevo. Podemos observar que L es una variable independiente de las restantes y la que más contribuye al componente 1 (fig. 4); mientras que oph y opw están más correlacionadas positivamente con la amplitud (W) y altitud (H) de la cápsula, las variables que más contribuyen al componente 2 (fig. 4). En cambio, mpl es la variable que más contribuye al componente 3 (fig. 4) y su correlación es inversamente proporcional a oph y opw; podemos destacar que cada estructura del huevo (cápsula, lámina micropilar y opérculo) está aportando una de las medidas que lo caracterizan. En consecuencia, recomendamos que al momento de realizar descripciones del huevo se incluyan todas las medidas mencionadas. 

 Las medidas del huevo nos permiten distinguir 4 grupos, que además son congruentes con otros caracteres. Esto podría indicar que el género Pseudosermyle pueda estar conformado por géneros distintos, como lo sugiere Conle et al. (2007), quienes llegan a esta conclusión debido a la variabilidad de formas en los genitales de los machos. Ellos admiten que el conocimiento del género es fragmentado, en consecuencia, no realizan una redescripción del mismo. Así también, ninguna de las especies que ellos describen sigue la descripción original de Pseudosermyle pues no cumplen con las características que menciona Caudell (1903); sin embargo, coinciden con la redescripción que realizó Zompro (2001). En contraste, resaltamos que las medidas por sí solas no son suficientes en la caracterización del huevo pues N. isabelae, por sus medidas, se aproxima al grupo 3, pero al revisar la microestructura notamos que la ornamentación es distinta entre esta especie y las restantes dentro del grupo, pues exhibe espinas, mientras que las demás presentan arrugas y gránulos. En conclusión, notamos que la microestructura, como sugieren Mazzini y Scali (1983), es bastante útil al reconocer especies cercanas dentro del mismo género.

Por último, es importante destacar que Pseudosermyle exhibe gran variabilidad en los caracteres morfológicos del huevo, por lo cual consideramos que para aclarar si estos caracteres nos permiten inferir distintos géneros o representan variabilidad dentro del mismo, es indispensable revisar más caracteres, v. gr., genitales externos e internos para ambos sexos y observar una correspondencia entre los mismos. Así mismo, es necesario efectuar un análisis filogenético que nos permita postular hipótesis evolutivas sobre el género y sus caracteres o rasgos. Las especies restantes de Pseudosermyle no fueron incluidas en este trabajo debido a la carencia de tiempo y recursos para recolectar un área tan vasta como México, América Central y el sur de Estados Unidos. Por lo tanto, en el futuro será oportuno un trabajo más exhaustivo que incluya lo antes mencionado y amplíe el número de especies analizadas. Aún queda mucho trabajo por realizar con Pseudosermyle, pues al igual que muchos géneros de Phasmatodea americanos, se desconoce su bionomía.

Agradecimientos

Al posgrado en Ciencias Biológicas, UNAM, por el financiamiento a la beca de Secihti (cvu: 599426 y cvu: 1039296). A Susana Guzmán Gómez por la asistencia técnica en las micrografías en el Laboratorio de Microscopia y Fotografía de la Biodiversidad II, IB UNAM. A Arturo Arellano Covarrubias por la asesoría en la realización del mapa. A Isabel Vargas Fernández y María Berenit Mendoza Garfias por su asistencia técnica al montar las muestras y tomar las fotomicrografías con microscopio electrónico de barrido. Isabel Vargas ayudó críticamente en la elaboración de las figuras. JLB agradece al proyecto PAPIIT-UNAM IN 202415. ULM agradece a la Orthopterists Society por el Theodore J. Cohn Research Fund. Por último, agradecemos a 2 revisores anónimos en la revisión previa del presente manuscrito.

Referencias

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Four new records of the genus Septoglomus (Glomeromycota) in Mexico

Reyna P. Hipólito-Piedras ^a, Heriberto Méndez-Cortés ^b, *, Hugo M. Ramírez-Tobias ^b, Victor Olalde-Portugal ^c, Carlos Arturo Aguirre-Salado ^d, Ángel Natanael Rojas-Velázquez ^b y Aracely Mena-Echevarría^e

^a Universidad Autónoma de San Luis Potosí, Facultad de Agronomía y Veterinaria, Doctorado en Ciencias Agropecuarias, Carretera San Luis Potosí-Matehuala Km. 14.5, Ejido Palma de la Cruz, 78321 Soledad de Graciano Sánchez, San Luis Potosí, México 

^b Universidad Autónoma de San Luis Potosí, Facultad de Agronomía y Veterinaria, Carretera San Luis Potosí- Matehuala Km. 14.5, Ejido Palma de la Cruz, 78321 Soledad de Graciano Sánchez, San Luis Potosí, México 

^c Instituto Politécnico Nacional, Centro de Investigación y de Estudios Avanzados-Unidad Irapuato, Departamento de Biotecnología y Bioquímica, Libramiento Norte Carretera Irapuato-León Km 9.6, 36824 Irapuato, Guanajuato, México

^d Universidad Autónoma de San Luis Potosí, Facultad de Ingeniería, Av. Dr. Manuel Nava 4, 78290 San Luis Potosí, San Luis Potosí, México 

^e Instituto Nacional de Investigaciones Forestales Agrícolas y Pecuarias, Campo Experimental General Terán-INIFAP, Km 31 Carretera Montemorelos-China, 67400 General Terán, Nuevo León, México

*Autor para correspondencia: heriberto.mendez@uaslp.mx (H. Méndez-Cortés)

Recibido: 13 febrero 2024; aceptado: 23 julio 2025

Resumen

Los hongos micorrizógenos arbusculares (HMA) son organismos esenciales y de suma importancia para las plantas terrestres. Se seleccionaron distintas comunidades vegetales de México en los estados de Coahuila, Guanajuato, San Luis Potosí, Tamaulipas y Veracruz, en donde se recolectó suelo rizosférico con el objetivo de aislar esporas de HMA. La identificación taxonómica se llevó a cabo mediante el análisis de las características morfológicas de las esporas, comparándolas con los artículos originales de cada especie descrita. Se identificaron 4 especies de HMA pertenecientes al género Septoglomus (S. altomontanum, S. fuscum, S. furcatum y S. turnauae), que constituyen su primer registro en México. Con estas 4 especies, la riqueza total de HMA en México se eleva a 171, lo cual evidencia una diversidad significativa de HMA en las comunidades vegetales del país. 

Palabras clave: Glomeromycota; Micorriza arbuscular; Glomeraceae

Abstract

Arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) are essential and extremely important organisms for terrestrial plants. Different plant communities of Mexico were selected in the states of Coahuila, Guanajuato, San Luis Potosí, Tamaulipas and Veracruz, where rhizospheric soil was collected with the objective of isolating AMF spores. Taxonomic identification was carried out by analyzing the morphological characteristics of the spores, comparing them with the original articles of each described species. Four species of AMF belonging to the genus Septoglomus (S. altomontanum, S. fuscum, S. furcatum, and S. turnauae) were identified, constituting their first record in Mexico. With the record of these 4 species, the total richness of AMF in Mexico rises to 171, evidencing a significant diversity of AMF in the plant communities of the country.

Keywords: Glomeromycota; Arbuscular mycorrhizae; Glomeraceae

Introducción

Los hongos micorrizógenos arbusculares (HMA) son organismos cruciales y de suma importancia en la ecología y fisiología de las plantas terrestres. Fueron considerados inicialmente en el filo Zygomycota; sin embargo, a través de sus características moleculares, morfológicas y ecológicas, fueron reorganizados en un nuevo filo monofilético denominado Glomeromycota (Schüßler et al., 2001). Actualmente, la clasificación taxonómica de los HMA incluye 3 clases, 4 órdenes y 43 géneros (Schüβler, 2025; Wijayawardene et al., 2020). 

Uno de los géneros incluidos en Glomeromycota es Septoglomus. Originalmente, las especies que ahora se ubican en este género se agruparon dentro del género Glomus. Sin embargo, Schüßler y Walker (2010) las reubicaron en el género Funneliformis, basándose en criterios morfológicos. Posteriormente, Oehl et al. (2011) dividieron Glomus en 2 grupos taxonómicos, proponiendo los géneros Simiglomus y Septoglomus con base en análisis de secuencias ribosomales y en la morfología. Sin embargo, Redecker et al. (2013) validaron únicamente al género Septoglomus y recomendaron conservar su estatus en espera de mayor evidencia, particularmente a partir de estudios filogenéticos del DNAr.

La especie de referencia taxonómica para la clasificación del género Septoglomus fue Glomus constrictum (Trappe) Sieverd., GA Silva et Oehl (Glomeraceae) (actualmente, S. constrictum). A partir de ésta, se establecieron los criterios taxonómicos del género, que se caracterizan por la producción de esporas de manera individual o en pequeños grupos. Dichas esporas presentan una o múltiples capas y están conectadas a hifas que se extienden de forma continua hasta la pared de la espora, adoptan una forma cilíndrica o de embudo y presentan un poro cerrado por un septo ubicado en la base o debajo de la pared de la espora. Generalmente, estas esporas no reaccionan a la aplicación del reactivo de Melzer; sin embargo, sus estructuras adquieren una coloración azul oscuro al ser tratadas con azul de tripano (Oehl et al., 2011).

Actualmente, el género Septoglomus comprende 13 especies, lo que representa aproximadamente 4% de la diversidad total de HMA. Estas especies han sido documentadas en diversos estudios, como los de Błaszkowski et al. (2004, 2014, 2013, 2023), Goto et al. (2013), Symanczik et al. (2014), Chimal-Sánchez et al. (2020), Oehl et al. (2011, 2019), Palenzuela et al. (2013) y Guillén et al. (2020). Sin embargo, la clasificación de algunas de estas especies continúa en revisión. Por ejemplo, recientemente S. deserticola G.A. Silva, Oehl et Sieverd. y S. viscosum C. Walker, D. Redecker, D. Stille et A. Schüßler (Glomeraceae) fueron reclasificados en el nuevo género Blaszkowskia, con base en análisis filogenéticos y en su morfología distintiva (da Silva et al., 2023). 

Las especies del género Septoglomus han sido registradas en diferentes continentes; en Europa, por Palenzuela et al. (2013), Blaszkowski et al. (2014), Oehl et al. (2019) y Guillén et al. (2020); en América, por Błaszkowski et al. (2013), Goto et al. (2013) y Chimal-Sánchez et al. (2020); en Asia, por Symanczik et al. (2014) y Oehl et al. (2019) y en África por Błaszkowski et al. (2010, 2013). El registro de estas especies fue en dunas marítimas, bosques lluviosos y tropicales, así como en matorrales xerófilos. No obstante, se ha observado que este género demuestra una destacada capacidad de adaptación y una dominancia notable en entornos áridos, en comparación con otros géneros de HMA. Además, muestra una eficiencia notable en la colonización de las raíces de cultivos agrícolas y forestales (Guardiola-Márquez et al., 2022).

En México se han identificado 4 especies del género Septoglomus. Sin embargo, es crucial llevar a cabo investigaciones a mayor escala, que abarquen tanto el ámbito ecológico como el morfológico para comprender mejor su distribución en el país. Asimismo, intensificar el muestreo para aumentar el conocimiento sobre la riqueza de especies de HMA en el territorio nacional (Polo-Marcial et al., 2021). El objetivo de esta investigación fue contribuir al conocimiento sobre la diversidad de Septoglomus mediante la documentación de 4 nuevos registros obtenidos en distintos tipos de vegetación de México.

Materiales y métodos

El muestreo del suelo rizosférico se realizó durante la época de lluvias (agosto, 2020-2021), en 6 sitios ubicados en 4 estados de la República Mexicana (fig. 1, tabla 1). En cada uno de los sitios se estableció un transecto de 1 km, donde cada 200 m se tomó una submuestra a una profundidad de 0 a 20 cm, la cual fue trasladada al laboratorio de Fitopatología, de la Facultad de Agronomía y Veterinaria, de la Universidad Autónoma de San Luis Potosí.

La extracción de esporas de HMA se realizó por el método de tamizado húmedo y decantación (Gerdemann y Nicolson, 1963), utilizando 500 g de suelo seco, seguido de una centrifugación en sacarosa al 70% a 2,000 rpm (Daniels y Skipper, 1982). Las esporas se montaron en preparaciones permanentes con alcohol polivinílico-lacto-glicerol (PVLG) y PVLG con reactivo de Melzer (INVAM, 2023).

La identificación se llevó a cabo de acuerdo con las características morfológicas de la espora, como lo sugieren da Silva et al. (2023). Así, se registraron el tamaño, las características de la pared de la espora y de la hifa de sostén, y la reacción al reactivo de Melzer. La observación de tales características fue en un microscopio óptico Zeiss Primo Star (Jena, Alemania) con iluminación fija Koehler. 

Las mediciones de las características de las esporas de HMA se realizaron en fotografías tomadas con el software de microscopía ZEN blue (versión 3.4) (Jena, Alemania), con objetivos 40x y 100x. Tales características se contrastaron con lo descrito en las claves dicotómicas de Palenzuela et al. (2013) y Oehl et al. (2019); así como con los artículos de referencia (Blaszkowski et al., 2013, 2014; Palenzuela et al., 2013) y se elaboraron claves para la identificación de las especies. Los ejemplares de referencia fueron depositados en el herbario Isidro Palacios, perteneciente al Instituto de Investigación de Zonas Desérticas, de la Universidad Autónoma de San Luis Potosí (SLPM). 

Descripciones

Se identificaron un total de 62 especies de HMA, en los 9 sitios de muestreo. De éstas, 21% pertenecen al género Acaulospora, 15% a Glomus, 11% a Septoglomus, 10% a Ambispora, 10% a Rhizophagus, 5% a Entrophospora, 5% a Funneliformis, 5% a Gigaspora, 5% a Scutellospora, 3% a Diversipora y 10% restante se distribuye en igual proporción entre los géneros Blazskowskia, Dominikia, Pacispora y Sieverdingia. 

Las especies registradas del género Septoglomus fueron: S. constrictum, S. mexicanum E. Chimal-Sánchez, C. Senés-Guerrero, NM Montaño, L. Varela, R. García-Sánchez, A. Pacheco, S. Montaño-Arias y SL Camargo-Ricalde, S. xanthium (Błaszk., Blanke, Renker y Buscot) GA Silva, Oehl y Sieverd., S. altomontanum Palenz., Oehl, Azcón-Aguilar y GA Silva, S. fuscum, S. furcatum Błaszk., Chwat, Kovács y Ryszka, y S. turnauae Błaszk., Chwat y Ryszka(Glomeraceae). Las últimas 4 son registro nacional, por lo cual se presenta la descripción morfológica y las ilustraciones correspondientes.

Tabla 1

Caracterización de los sitios de muestreo de Septoglomus en México.

Estado	Sitio	Coordenadas geográficas (Datum WGS84)	Vegetación	Suelo	Clima
San Luis Potosí	1. San José de Coronados	23°34’35.4” N 100°55’09.5” O	Bosque de pino	Xerosol	Árido templado
	2. Xilitla	21°22’21.4” N 99°00’39.0” O	Bosque mesófilo de montaña	Litosol	Semicálido húmedo
	3. Matehuala	23°21’51.1” N 100°35’01.7” O	Matorral xerófilo	Xerosol	Árido semicálido
	4. Sierra de Álvarez	22°03’06.3” N 100°34’50.8” O	Bosque de encino	Litosol	Semicálido
	5. Charcas	23°22’58.5” N 101°20’18.5” O	Pastizal	Xerosol	Semiárido
Guanajuato	6. San Felipe	21°41’56.4” N 101°12’57.6” O	Bosque de encino	Feozem	Semiárido templado
Veracruz	7. Plan de Higuera	19°26’17.0” N 96°33’35.6” O	Bosque tropical caducifolio	Vertisol	Cálido subhúmedo
Coahuila	8. Sierra Hermosa	25°14’42” N 100°51’18” O	Bosque de pino	Litosol	Semiárido templado
Tamaulipas	9. Jaumave	23°08’26.0” N  99°17’48.4” O	Bosque de encino	Litosol	Semiárido templado

Fuente: datos generados a partir de las capas disponibles en Geoportal y Enciclovida, México, Conabio (2018).

Septoglomus altomontanum Palenz., Oehl, Azcón-Aguilar y GA Silva, 2013. 

Fig. 2a-d

Las esporas se forman individualmente en el suelo. Tienen forma ovalada y globosa, de 128-152 × 121-160 µm, de color marrón rojizo tornándose a negro rojizo. Las esporas están compuestas de 2 capas (Swl1-2). Swl1 es subhialina a amarillo oscuro, acompañada de partículas del suelo, de 2.1 a 3.2 µm de espesor, con la presión al oprimir el cubreobjetos esta capa se desprende. Swl2 es de marrón rojizo a negro rojizo, lisa, laminada, de 3.8 a 8.2 µm de espesor. Ninguna de las capas reacciona al reactivo de Melzer. La hifa de sostén es de forma curveada, continua a la pared de la espora, de un color marrón rojizo, es más ancha en la base de la espora y llega a medir 22 µm de largo. El poro de la espora está cerrado por un septo concoloro o una tonalidad más clara que la espora y surge de la capa Swl2. 

Material examinado: México, Guanajuato, San Felipe (21°41’56.4” N, 101°12’57.6” O, 2,445 m snm) en un suelo rizosférico de un bosque de encino, R. P. Hipólito-Piedras, 08-2021. México, San Luis Potosí, Catorce, San Antonio de Coronados (23°35’11.8” N, 100°54’01.2” O, 2,455 m snm) en un suelo rizosférico de un bosque de pino, R. P. Hipólito-Piedras, 08-2021. México, Veracruz, Actopan, Plan de Higuera (19°26’17.0” N, 96°33’35.6” O, 140 m snm) en un suelo rizosférico de un bosque tropical caducifolio, H. Méndez-Cortés, 08-2020. (CH-SLPM-228).

Distribución y hábitat. Septoglomus altomontanum se registró por primera vez en el Parque Nacional Sierra Nevada en Andalucía, España, donde se encontró asociada a Pinguicola grandiflora Lam. y P. nevadensis H. Lindb(Lentibulariaceae), así como a otras especies vegetales presentes en el suelo circundante (Palenzuela et al., 2013). Posteriormente, se identificó en muestras de suelo rizosférico de eucaliptos en el noreste de Tailandia (Khaekhum et al., 2017), así como en un bosque enano de cerezo de montaña en el monte Fanjing, que forma parte de las montañas Wuling, ubicadas en la provincia de Guizhou, China (He et al., 2021). Adicionalmente, se ha documentado la presencia de S. altomontanum en un bosque de Cryptomeria japonica (Miq.) P.D.Sell, (Taxodiaceae) en estas mismas montañas (Ming et al., 2023). En México, se aisló de suelo rizosférico de un bosque de encino, en Guanajuato, bosque de pino en San Luis Potosí y bosque tropical caducifolio en Veracruz.

Septoglomus furcatum Błaszk., Chwat, Kovács y Ryszka, 2013. 

Fig. 3a-d

Esporas de color marrón rojizo a marrón oscuro; globosas de (106-) 138 (-167) µm de diámetro. La pared de la espora consta de 3 capas (Swl1-3). Capa Swl1, formando la superficie de la espora, semipermanente, hialina con restos de suelo de 1.6 µm de espesor y se desprende con la presión al oprimir el cubreobjetos. Swl2 semipermanente, hialina de 1.3 a 3.1 µm de espesor. Swl3 es laminada, lisa, marrón rojizo de 5.3 a 10.9 µm de espesor. Ninguna de las capas de la pared de la espora se tiñe con el reactivo de Melzer. La hifa de sostén es de color marrón parduzco; de forma recta de 10.5 a 30.3 µm, frecuentemente presenta una bifurcación (fb) a distancia de la pared de la espora. La pared de la hifa está compuesta de 3 capas (shwl1-3), las cuales son continuas a las paredes de la espora (Swl1-3). El poro de la espora está cerrado. El septo se encuentra en la base de la espora y pueden encontrarse numerosos septos a lo largo de la hifa. 

Material examinado: México, Veracruz, Actopan, Plan de Higuera (19°26’17.0” N, 96°33’35.6” O, 140 m snm) en un suelo rizosférico de un bosque tropical caducifolio, H. Méndez-Cortés, 08-2020. México, San Luis Potosí, Matehuala (23°21’51.1” N, 100°35’01.7” O, 1,373 m snm) en un suelo rizosférico de matorral xerófilo, R. P. Hipólito-Piedras, 08-2021 (CH-SLPM-229).

Distribución y hábitat. Septoglomus furcatum, se registró por primera vez asociado a raíces de Cordia oncocalyx Allemann (Cordiaceae) en Brasil. Posteriormente se realizó un cultivo monoespecífico utilizando a Plantago lanceolata L. (Plantaginaceae) como planta huésped, en donde S. furcatum formó micorrizas con numerosos arbúsculos, vesículas e hifas poco frecuentes (Blaszkowski et al., 2013). El segundo reporte en Brasil, se evidenció a través de una investigación en torno a la retroalimentación de suelo-planta, donde la mencionan como una especie clave, propagada en Senna uniflora (Mill.) HSIrwin y Barneby (Caesalpiniaceae), con suelo de áreas degradadas que han sido restauradas en ese país (Medeiros et al., 2022). La presencia de S. furcatum en el continente asiático seregistró asociado a las raíces de Rosa acicularis Lindl. (Rosaceae) junto a una baja diversidad de 3 especies de HMA (Zu et al., 2019), mientras que Ming et al. (2023), la registraron en un bosque de Pinus damingshanensis W.C.Cheng y L.K.Fu (Pinaceae) , Cryptomeria japonica y en un bosque lanceolado de Cunninghamia R.Br. (Cupressaceae), junto con 27 especies más. En México, se aisló de suelo rizosférico de un bosque tropical caducifolio en Veracruz y matorral xerófilo en San Luis Potosí. 

Septoglomus fuscum Błaszk., Chwat, Kovács y Ryszka, 2013. 

Fig. 4a-d

Las esporas se forman en el suelo en racimos sueltos. Grupos de 89-194 × 141-248 µm con 2 a 7 esporas. Esporas de color blanco amarillento en la juventud, anaranjado parduzco a marrón oscuro en la madurez; globosas a subglobosas; (32-) 51 (-102) µm de diámetro. La pared de la espora consta de 2 capas (Swl1-2). Swl1, es semipersistente, semiflexible, de color amarillo dorado, de 1.8 a 2.4 µm de grosor, al oprimir el cubreobjetos se separa de la capa Swl2. Swl2 es laminada, lisa, de amarillo a anaranjado parduzco de (1.8-) 3.5 (-6.7) µm de grosor. Ninguna de las capas de la pared de la espora se tiñe con el reactivo de Melzer. La hifa de sostén es de color anaranjado parduzco a marrón oscuro en esporas maduras; recta o recurvada, cilíndrica en forma de embudo, a veces ligeramente constreñida en la base de la espora; (5.8-) 7.4 (-12.3) µm de anchura en la base de la espora. Pared de la hifa de color amarillo a anaranjado parduzco de (0.8-) 2.7 (-5.8) µm de grosor. El poro es abierto de 1.5 a 2.7 µm de diámetro. 

Material examinado: México, Veracruz, Actopan, Plan de Higuera (19°26’17.0” N, 96°33’35.6” O, 140 m snm) en un suelo rizosférico de un bosque tropical caducifolio, H. Méndez-Cortés, 08-2020. México, San Luis Potosí, Matehuala (23°21’51.1” N, 100°35’01.7” O, 1,373 m snm) en un suelo rizosférico de matorral xerófilo, R.P. Hipólito-Piedras, 08-2021 (CH-SLP-230).

Distribución y hábitat. Septoglomus fuscum se registró por primera vez asociado con raíces de Arctotheca populifolia (P.J.Bergius) Norl. (Asteraceae) en Sudáfrica. Posteriormente, se realizaron cultivos monoespecíficos con Plantago lanceolata como cultivo huésped, en donde se observaron estructuras como arbúsculos, hifas intra y extrarradicales (Blaszkowski et al., 2013). En México, se aisló de suelo rizosférico de bosque tropical caducifolio en Veracruz y un matorral xerófilo en San Luis Potosí.

Septoglomus turnauae Błaszk., Chwat, Ryszka y Orfanoudakis, 2014. 

Fig. 5a-d

Las esporas se forman de manera solitaria en el suelo. Esporas de color anaranjado amarronado a marrón oscuro, globosas de (45) 64 (-102) µm de diámetro. La pared de la espora está compuesta de 4 capas (Swl1-4). Swl1, es evanescente, hialina, de 3.1 µm de diámetro. Swl2 es permanente, laminada, lisa, de anaranjado claro de 1.8 a 9.2 µm de espesor. Swl3 es laminada, lisa, de color anaranjado claro a anaranjado parduzco, de 3.5 a 9.3 µm de espesor. Swl4 semiflexible, lisa, de color anaranjado parduzco de 1.0 a 1.7 µm de espesor. Ninguna de las capas se tiñe con el reactivo de Melzer. La hifa es de color anaranjado parduzco de (4.5-) 8.2 (-10.7) µm de espesor en la base de la espora, la hifa es continua con las capas Swl1-3. El poro es de (1.3-) 2.7 (-3.2) µm de diámetro, estrechándose con la edad.

Material examinado: Coahuila, Sierra Hermosa (25°14’42” N, 100°51’18” O, 2,255 m snm) en suelo rizosférico de un bosque de pino, H. Méndez-Cortés, 08-2020. Guanajuato, San Felipe (21°41’56.4” N, 101°12’57.6” O, 2,445 m snm), en un suelo rizosférico de un bosque de encino, R.P. Hipólito-Piedras. San Luis Potosí, Xilitla (21°22’21.4” N, 99°00’39.0” O, 857 m snm) en un suelo rizosférico de un bosque mesófilo de montaña, R. P. Hipólito-Piedras, 08-2021. México, San Luis Potosí, Charcas (23°22’58.5” N, 101°20’18.5” O, 2,471 m snm) en un suelo rizosférico de un pastizal, R. P. Hipólito-Piedras, 08-2021. San Luis Potosí, Sierra de Álvarez (22°03’06.3” N, 100°34’50.8” O, 2,700 m snm) en un suelo rizosférico de un bosque de encino, R. P. Hipólito-Piedras, 08-2021. Tamaulipas, Jaumave (23°08’26.0” N, 99°17’48.4” O, 742 m snm) en un suelo rizosférico de un bosque de encino, R. P. Hipólito-piedras, 08-2021. (CH-SLPM-230).

Distribución y hábitat. S. turnuauae se registró en cultivos trampa inoculados con el suelo de la rizósfera y raíces de Cistus sp. L. (Cistaceae), en Italia. Posteriormente, se realizaron cultivos monoespecíficos con Plantago lanceolata, donde se observaron arbúsculos e hifas (Blaszkowski et al., 2014). En México, se aisló de suelo rizosférico de bosques de encino en Guanajuato y Tamaulipas, bosques de pino en Coahuila, bosque mesófilo de montaña y pastizal en San Luis Potosí.

Clave de las especies del género Septoglomus presentes en México

1. Esporas mayores a 200 micras 4

1. Esporas menores a 200 micras 2

2. Esporas con 2 capas en la pared de la espora 3

2. Esporas con 3 capas en la pared de la espora 5

2. Esporas con 4 capas en la pared de la espora 6

3 Esporas amarillas a marrones 7

3. Esporas rojas a negras 8

4. Esporas solitarias; de color anaranjado rojizo a marrón rojizo; globosa; (154.5-)202.8 (-228.9) µm de diámetro. La pared de la espora costa de 4 capas (Swl1-4). Capa Swl1 es evanescente hialina, lisa, con la edad se torna rugosa o se desprende. Swl2 permanente, laminada de color anaranjado, Swl3 es permanente, lisa y laminada de color anaranjado a marrón. Swl4 semiflexible, hialina, lisa, raramente se separa de swl3. Hifa de sostén amarilla a marrón, recurvada de 4 capas (shwl1-4), con poro cerrado por un septo situado en la base de la espora Septoglomus mexicanum

5. Esporas solitarias; de color marrón rojizo a marrón oscuro; globosas a subglobosas; (106-) 138 (-167) µm de diámetro. La pared de la espora consta de 3 capas (Swl1-3). Capa Swl1, semipermanente, hialina a anaranjado claro, lisa con gránulos de suelo. Swl2 semipermanente, hialina a amarillo dorado. Swl3 es laminada, lisa, marrón rojizo a marrón oscuro. La hifa de sostén es de color marrón parduzco a marrón oscuro; rectas o curvadas, cilíndricas, bifurcada, compuestas por 3 capas (shwl1-3), poro cerrado por un septo en la base de la espora, además, a lo largo de la hifa se encontrarán septos transversales Septoglomus furcatum

6. Esporas solitarias; de color anaranjado parduzco a marrón oscuro; globosas a subglobosas; (110-) 133(-165) μm de diámetro. La pared de la espora consta de 4 capas (Swl1-4). Swl1, es evanescente, hialina y lisa. Swl2 permanente, laminada, lisa, de color anaranjado claro a anaranjado parduzco. Swl3 es laminada, lisa, de color anaranjado claro a anaranjado parduzco. Swl4 semiflexible, lisa, de color anaranjado claro a anaranjado parduzco. La hifa de sostén es de color anaranjado parduzco a marrón oscuro, constituida de 3 capas (shwl1-3) con un septo en la base de la espora que no invade el lumen de la hifa de sostén Septoglomus turnauae

7. Esporas en racimos o solitarias, de color amarillento en la juventud, anaranjado parduzco a marrón oscuro en la madurez; globosas a subglobosas; (20- ) 47 (-90) µm de diámetro. La pared de la espora consta de 2 capas (Swl1-2). Swl1, semi persistente, semiflexible, de color blanco anaranjado a amarillo dorado. Swl2 laminada, lisa, blanco amarillento en esporas juveniles, anaranjado parduzco a marrón oscuro en esporas maduras. La hifa de sostén de color anaranjado parduzco a marrón oscuro; recta o recurvada, cilíndrica a forma de embudo, con poro abierto, sin septo, estrechamiento gradual hasta llegar al centro del lumen de la hifa Septoglomus fuscum 

8. Esporas solitarias; de color marrón rojizo oscuro a negro rojizo; ovoides, elípticas y globosas, de 137-175 (-208) × 125-170 (-204) µm de diámetro. La pared de la espora está compuesta por 2 capas (Swl1-2). Swl1 es subhialina, lisa, de color amarillo oscuro. Swl2 es de marrón rojizo oscuro a negro rojizo, lisa, laminada. La hifa de sostén de color amarillo oscuro a un marrón rojizo, cilíndrica, curveada, ancha en la base de la espora estrechándose debajo de esta, poro cerrado, septo concoloro a la base de la espora y tonalidad clara cuando se encuentra debajo de la pared de la espora Septoglomus altomontanum 

Discusión

En México, el género Septoglomus está representado por 33% de las especies descritas en el mundo, lo que equivale a 5 de las 13 especies conocidas. Entre éstas, destaca S. constrictum debido a su amplia distribución y frecuentes registros en diversas comunidades vegetales. Por otro lado, S. xanthium ha sido principalmente registrada en agroecosistemas (Polo-Marcial et al., 2021). Septoglomus mexicanum se ha registrado en asociación con Prosopis laevigata (Humb. y Bonpl. ex Willd.) M.C.Johnst. (Mimosaceae) (Chimal-Sánchez et al., 2020), similar a S. titan BT Goto y GA Silva (Glomeraceae) que se ha registrado en zonas áridas del país (Guardiola-Márquez et al., 2022).

De acuerdo con los registros de las especies de HMA descritas en esta investigación, Septoglomus altomontanum fue la única especie cuya distribución coincidió con la descripción original al ser aislada en sitios con vegetación de coníferas y encinos, a altitudes superiores a 2,000 m, lo cual es similar a lo reportado por Palenzuela et al. (2013), quienes documentaron su presencia en zonas con vegetación similar, localizadas entre 1,800 y 3,100 m de altitud. 

Septoglomus altomontanum se diferencia de las especies de HMA descritas hasta la fecha, incluso de las del mismo género, en términos de tamaño, color, estructura, forma e hifas de las esporas. La especie que podría generar algún debate conforme a su morfología es S. furcatum; no obstante, ésta presenta la particularidad de tener una hifa que se adelgaza a medida que se aleja de la base de la espora (Blaszkowski et al., 2013), mientras que S. altomontanum mantiene un grosor uniforme a lo largo de la pared de la espora y la hifa (Palenzuela et al., 2013). 

Septoglomus furcatum se destaca por sus esporas grandes de tonalidad oscura que presentan una pared de 3 capas y, con frecuencia, hifas ramificadas, incluso llegando a tener 2 hifas cercanas entre sí, característica que no se encuentra en otras especies del género Septoglomus (Blaszkowski et al., 2013).A primera vista, las esporas de S. furcatum pueden parecer similares a las de S. constrictum (Trappe) Sieverd., GA Silva et Oehl; sin embargo, se diferencian por la estructura de la pared de la espora, ya que S. furcatum tiene 3 capas, mientras que S. constrictum tiene solo 2. Además, la espora de S. constrictum tiende a ser de un tono anaranjado parduzco, mientras que la de S. furcatum es de color marrón oscuro. La característica de S. furcatum de poseer una hifa ramificada, es similar a la de las esporas de G. brohultii Sieverd. y R.A. Herrera (Glomeraceae). Sin embargo, G. brohultii tiene una tonalidad más clara tanto en la pared de la espora como en la hifa, a diferencia de S. furcatum, que presenta una tonalidad oscura uniforme tanto en la pared como en la hifa (Blaszkowski et al., 2013; Oehl et al., 2011). 

Septoglomus fuscum es similar a S. xanthium, tanto en características moleculares como en características morfológicas. No obstante, se ha observado que S. fuscum forma racimos sueltos de esporas, mientras que S. xanthium se compone de esporas solitarias que se adhieren y se desarrollan dentro de las raíces (Blaszkowski et al., 2004). Al analizar las capas, se nota que S. xanthium posee una capa adicional permanente que S. fuscum no presenta; sin embargo, S. fuscum tiene un grosor de capa laminada de 2 a 3 veces mayor que el de S. xanthium (Blaszkowski et al., 2013). 

Desde una perspectiva filogenética, S. turnauae presenta una estrecha relación con S. fuscum, lo que sugiere un origen común entre ambas especies, a través de análisis ribosomales que las agrupan en un mismo clado. Sin embargo, se destaca que la mayoría de las esporas de S. fuscum se agrupan en racimos sueltos (Blaszkowski et al., 2013), en contraste con las esporas individuales de S. turnauae. Al comparar el número de capas, S. turnauae muestra similitudes con S. mexicanum, ambas compuestas por 4 capas en su estructura, aunque, difieren en el color de las esporas. Mientras que S. mexicanum presenta tonalidades que van desde el rojizo hasta el marrón (Chimal-Sánchez et al., 2020), las esporas de S. turnauae tienen un tono anaranjado parduzco y tonalidades diferentes, conforme empieza otra capa (Blaszkowski et al., 2014).

Previo a esta investigación, se consideraba que la distribución del género Septoglomus era limitada, sin embargo, donde se localiza expresa un comportamiento dominante respecto a los demás géneros de HMA (Guardiola-Márquez et al., 2022). No obstante, la presente investigación, que ha registrado 4 especies pertenecientes a este género, revela una riqueza de HMA previamente desconocida en las comunidades vegetales de México. Además, sugiere que este género no se encuentra restringido a una distribución específica, ya que se ha documentado en 5 comunidades vegetales distintas en el país. El reciente hallazgo de S. altomontanum, S. fuscum, S. furcatum y S. turnauae eleva el número de especies registradas en México a 171, ésto constituye aproximadamente 48% de la riqueza global de HMA y 62% de las especies se han reportado del género Septoglomus en el país.

Agradecimientos

A la Secretaría de Ciencia, Humanidades, Tecnología e Innovación (Secihti) por la beca otorgada (775694) a la primera autora para sus estudios de posgrado.

Referencias

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Descripción morfológica de la primera zoea del camarón de agua dulce Macrobrachium crenulatum (Decapoda: Palaemonidae) y una comparación con sus congéneres del Neotrópico

Lucas Oliveira-Rogeri ^a, *, Rodrigo Pantoni ^a, Ingo S. Wehrtmann ^{b, c, d}, Fernando L. Mantelatto ^a, João Alberto Farinelli Pantaleão ^e

^a University of São Paulo, Faculty of Philosophy, Science and Letters at Ribeirão Preto, Department of Biology, Laboratory of Bioecology and Crustacean Systematics, Av. Bandeirantes, 3900, 14040-901, Ribeirão Preto, São Paulo, Brazil 

^b Universidad de Costa Rica, Unidad de Investigación Pesquera y Acuicultura, Centro de Investigación en Ciencias del Mar y Limnología, 11501-2060 San José, Costa Rica

^c Universidad de Costa Rica, Centro de Investigación en Biodiversidad y Ecología Tropical, Museo de Zoología, 11501-2060 San José, Costa Rica

^d Universidad del Valle de Guatemala, Editorial Universitaria, 18 Avenida 11-95, Zonas 15, Vista Hermosa III, Ciudad de Guatemala, Guatemala 

^e Federal University of Alagoas, Institute of Biological and Health Sciences, Laboratory of Bioecology and Development of Crustaceans, Av. Paulo Holanda, 143, 57072-970, Maceió, Alagoas, Brazil

*Corresponding author: luquinhaor.bio55@usp.br (L. Oliveira-Rogeri)

Received: 08 April 2025; accepted: 13 November 2025

Abstract

We present the first description of Zoea I of Macrobrachium crenulatum and compare it with available data of other zoeae of Macrobrachium spp. of the Neotropics to identify morphological characteristics to differentiate the first zoea of M. crenulatum from zoeae of other species of the genus. A female with embryos was collected in the Atlantic drainage of Costa Rica, Central America. After hatching in the laboratory, larvae were preserved in glycerinate alcohol and later semi-permanent slides were prepared for morphological study and larval description. A table was prepared to compare the morphology of the first zoea of M. crenulatum to the first zoeae of other species of Macrobrachium. Among species of Macrobrachium phylogenetic and geographically closely related, the first zoea of M. crenulatum can be differentiated by the comparison of some structures as antenna (number of articles on scaphocerite), maxillipeds (number of plumose setae; setation pattern), maxilla (setation pattern), maxillule (number of spines), and telson (outer pair of setae). The larval morphology of M. crenulatum corroborated the phylogenetic position and may serve as a taxonomic tool for the distinction between the first zoea of closely related species. 

Keywords: Atlantic drainage; Caridea; Costa Rica; Larval morphology

Resumen 

Presentamos la primera descripción de la zoea I de Macrobrachium crenulatum y la comparamos con datos disponibles de otras primeras zoeas de especies de Macrobrachium del Neotrópico, con el objetivo de identificar características morfológicas que permitan diferenciar la primera zoea de M. crenulatum respecto de las de otras especies del género. Una hembra ovígera fue colectada en la cuenca atlántica de Costa Rica, Centroamérica. Tras la eclosión en laboratorio, las larvas fueron preservadas en alcohol glicerinado y, posteriormente, se prepararon láminas semipermanentes para su estudio morfológico y la descripción larval. Se elaboró una tabla comparativa con la morfología de la primera zoea de M. crenulatum respecto de las primeras zoeas de otras especies de Macrobrachium. Entre las especies filogenética y geográficamente relacionadas, la zoea I de M. crenulatum puede distinguirse mediante la comparación de estructuras como antenas (número de artejos del escafocerito), maxilípedos (número y patrón de setas plumosas), maxila (patrón de setas), maxílula (número de espinas) y telson (disposición del par lateral de setas marginales). La morfología larval de M. crenulatum respalda su posición filogenética y puede servir como herramienta taxonómica para diferenciar la primera zoea de especies estrechamente relacionadas.

Palabras clave: Vertiente Atlántica; Caridea; Costa Rica; Morfología larvaria

Introduction

The genus Macrobrachium Spence Bate, 1868 is one of the most speciose taxa among caridean shrimps, currently accounting for more than 270 species (De Grave & Fransen, 2011; Pantaleão et al., 2025; Poore & Ahyong, 2023). The genus is cosmopolite, with representatives inhabiting different environments with distinct climate conditions throughout the world. Macrobrachium is remarkably diverse in subtropical and tropical regions, such as Central and South America as well as in the Indo-Pacific region (Murphy & Austin, 2005; Pileggi & Mantelatto, 2012; Pileggi et al., 2014). Some species of Macrobrachium are marine, estuarine and anchialine, but the vast majority inhabit typically freshwater systems, such as rivers, lakes and floodplains (Chace & Bruce, 1993; Fujita et al., 2015; Poore & Ahyong, 2023).

Besides the elevated number of species, the genus is highly diverse in terms of morphological characteristics, ecological traits and reproductive strategies (Sastry, 1983; Wowor et al., 2009). Some species of Macrobrachium, for instance, complete their entire life cycle in freshwater. Others are amphidromous and depend on both freshwater and estuarine/marine environments to finish their cycle, which implies migration events from one water system to the other (Bauer, 2011a, b; Liu et al., 2007; Wowor et al., 2009). Another varying feature of the biology and ecology of species of Macrobrachium is the duration of larval development. While some species have extended larval development (ELD) with a long duration of the larval period and the number of larval stages varying between 9 and 13, others have an abbreviated larval development (ALD) with 1 or 2 free-swimming larval stages before reaching the juvenile stage (Anger, 2013; Jalihal et al., 1993; Shokita, 1985; Wowor et al., 2009). 

One of the representatives of this shrimp genus is Macrobrachium crenulatum Holthuis, 1950, with its geographical distribution including the coastal waters of Nicaragua, Costa Rica, Panama, Colombia, Venezuela, Jamaica, Grenada, and Trinidad and Tobago (Holthuis, 1952; Hunte, 1979; Pileggi et al., 2014; Rossi, 2012). This species is characterized by an amphidromous life cycle with extended larval development (ELD) (Bauer, 2013; Pileggi et al., 2014). Adults have been the target of taxonomic, ecological and molecular studies (Pileggi et al., 2014; Rossi, 2012; Valencia & Campos, 2007); however, the larval morphology of M. crenulatum has never been described. This lack of information about the larval morphology hinders the global comprehension of species, since understanding larval features is not only useful for the larval recognition itself, but also for studies about the larval ecology, for resolving taxonomic problems and for providing phylogenetic insights (Lai et al., 2013; Pantaleão et al., 2025).

Pileggi et al. (2014) conducted a molecular study, which provided phylogenetic data about the “sibling species” of Macrobrachium from Central America. According to these authors, morphological features of adults are often not sufficient to distinguish the “sibling species” of the genus, including the distinction between transisthmian pairs of sibling species Macrobrachium hancocki Holthuis, 1950 and M. crenulatum. Recently, Pantaleão et al. (2025) conducted a novel study integrating larval morphology and molecular data to understand the phylogenetic context of relevant traits of species of Macrobrachium life history and larval morphology. Nonetheless, the authors highlighted that one of the limitations was the lack of larval descriptions for the vast majority of species of Macrobrachium as well as the accuracy of the available descriptions.

Considering the high diversity of Macrobrachium in Central America, the absence of larval descriptions hinders the identification of their larvae in plankton samples and thus a broader understanding of their larval ecology, especially in river systems where several species of Macrobrachium co-occur (see Lara & Wehrtmann, 2011). Therefore, here we describe for the first time the first zoea of M. crenulatum. The results include a comparison with other newly hatched larvae of species of Macrobrachium, which may serve as a taxonomic tool for the distinction between the first zoeae of these closely related species. 

Materials and methods

An ovigerous female (carapace length = 16.6 mm) was collected on 23 May 2010 in the Suarez River (09º43’40” N, 22º50’25.5” W), at the district of Cahuita, in the province of Limón, in the Atlantic drainage of Costa Rica, Central America. The female was collected using a sieve through ascendant movements near the margins of the river; once obtained, it was moved to the laboratory where it was kept alive until the larvae hatched 1 day after the collection. The hatching larvae were collected using a Pasteur pipette and then transferred to a tube containing glycerinate alcohol 80% (1:1). The parental female was preserved in alcohol 80%. Both larvae and the female were deposited at the Coleção de Crustáceos do Departamento de Biologia (CCDB), Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras de Ribeirão Preto (FFCLRP), Universidade de São Paulo (USP). Genetic sequences of the parental female were generated by Rossi and Mantelatto (2013) and are available in GenBank under accession numbers JQ805902 for the cytochrome c oxidase subunit I (COI) and JQ805867 for the histone 3 (H3) markers (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/jq805902 and https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/jq805867).

All the following methodological steps were performed at the Laboratório de Bioecologia e Sistemática de Crustáceos (LBSC/FFCLRP/USP). Firstly, semi-permanent slides were prepared to make possible the morphological study and the larval description (Pantaleão et al., 2011). Before mounting the slides, some larvae were colored with methylene blue 1% to facilitate the visualization of some structures. Slide preparation started with the dissection of larvae in glycerin mounted on a slide. Dissection was carried out under a stereomicroscope Leica™ M205 C equipped with a digital camera Leica™ DFC295. Before mounting the coverslip, larval body structures were organized to avoid over-position. Nail base was used to fix the coverslip. Slides were observed under a microscope Zeiss™ AxioScope A.1 equipped with a Zeiss™ AxioCam MRc 5. Photos of the slides were taken using AxioVision Rel. 4.8. These photos were used as a base for the drawings made posteriorly with the computational program Adobe Illustrator version 24.2.1.

The morphological study involved the analysis, the description and the drawing of the entire specimen with all its appendages, with special attention devoted to the number and shape of cuticular outgrowths (e.g., spines, setae). Larval description was based mainly on Clark et al. (1998) and updates by Clark and Cuesta (2015), but other referential studies on larval morphology were also used as guides for morphological analyses, the description and the drawings (Anger, 2001; Bueno & Rodrigues, 1995; Garm, 2004; Melo & Brossi-Garcia, 2005; Pantaleão et al., 2011; Pohle & Telford, 1981). Information about the larval size was obtained by measuring (see Pantaleão et al., 2021) the total length (TL) from the tip of the rostrum to the posterior margin of the telson, and carapace length (CL) from the posterior margin of the ocular orbit to the posterior margin of the carapace using a stereomicroscope equipped with a digital software (Leica Application Suite version 3.8). 

An analysis was carried out to compare the morphology of the first zoea of M. crenulatum in relation to other species of Macrobrachium from the Neotropics that present ELD. We applied 2 criteria for species selection: phylogenetic proximity and similarity in geographic distribution. Considering the phylogenetic hypothesis presented by Pantaleão et al. (2025), our comparison includes M. faustinum (de Saussure, 1857), M. olfersii (Wiegmann, 1836), and M. surinamicum Holthuis, 1948 since all these species are closely related to M. crenulatum. Although M. acanthurus (Wiegmann, 1836), M. heterochirus (Wiegmann, 1836), and M. carcinus are also relatively close to M. crenulatum, their inclusion is particularly relevant because their geographic distributions overlap, at least partially, with that of M. crenulatum, M. olfersii and M. surinamicum. In some cases, this overlap includes freshwater systems in Costa Rica, the country of origin of the larvae examined here, and even cases of sympatry, such as in the Suarez River (Pileggi et al., 2014). Moreover, the inclusion of M. olfersii addresses a particular issue, as this species and M. crenulatum have been considered part of the same species complex (i.e., species complex of M. olfersii) (see Rossi & Mantelatto, 2013). In contrast, some species that are phylogenetically and/or geographically close to M. crenulatum were not included in the comparative analysis because, for several of them (e.g., M. digueti (Bouvier, 1895), M. hancocki Holthuis, 1950, M. hobbsi Nates & Villalobos in Villalobos-Hiriart & Nates-Rodríguez, 1990), no published description of their first zoea is yet available (Pantaleão et al., 2025).

The geographic distributions of all compared species, based on published reports, are presented in Figure 1. Morphological characteristics of Zoea I of all compared species with ELD life cycle were compiled and summarized in Table 1. Additionally, an identification key for the compared species was developed based on morphological traits of the first zoea. 

Description

Order Decapoda Latreille, 1802

Suborder Pleocyemata Burkenroad, 1963

Family Palaemonidae Rafinesque, 1815

Genus Macrobrachium Spence Bate, 1868

Macrobrachium crenulatum Holthuis, 1950

Figures 2A-E, 3A-I

Locality: District of Cahuita, province of Limón, Costa Rica.

Material examined: a parental female and larvae mounted in 11 slides, each one containing one larva dissected (8 slides) or entire larvae (3 slides). Accession number: CCDB 3174.

Dimensions of newly hatched larvae: TL = 2.18 ± 0.12 mm; CL = 0.33 ± 0.02 mm (n = 10). Body (Fig. 2A, B): carapace smooth; rostrum long, curved downwards and with the shape of a spine; sessile eyes; pleon with 5 segments; fourth pleonite with 2 posterodorsal simple setae. Antennule (Fig. 2C): uniramous; peduncle long and unarticled; endopod (or primary flagellum) as a long terminal plumose seta; exopod (or accessory flagellum) with 4 terminal aesthetascs, and 1 short terminal plumose seta. Antenna (Fig. 2D): biramous; protopod unarticled with 1 terminal spine near insertion of endopod; endopod (or flagellum) unarticled with 1 short terminal spine and 1 long terminal plumose seta; exopod (or scaphocerite) 5-articled, first article with 2 plumose setae, 1 terminal and 1 subterminal and 1 medial protuberance, second with 2 setae, 1 inner plumose and 1 outer simple, third with 1 inner long plumose seta, fourth with 1 inner long plumose seta, and fifth with 5 setae, 1 long subterminal plumose, 2 long terminal plumose, 1 short terminal plumose, and 1 short terminal simple.

Table 1

Comparison of meristic and morphological characteristics of Zoea I among different species of Macrobrachium in the Neotropics with Extended Larval Development, adapted from Pantaleão et al. (2011) and Vieira et al. (2017). For multi-articled structures, cuticular outgrowths (plumose setae, simple setae or spines) on the same articles are separated by (+), while those on different articles are separated by comma. Other symbols and abbreviations used: aest. = aesthetascs; s. = setae; si. = simple setae; pl. = plumose setae; sp. = spine; (c.o.) = cuticular outgrowths; (*) = larval description and larval illustration are divergent; (**) = data exclusively based on larval illustration; description not available; (-) = information about the morphological trait unavailable; (?) = description of the appendage unavailable; (;) = data from 2 different larval descriptions.

Authors	Choudhury (1970)	Choudhury (1971)	Hunte (1980)	Vega-Perez (1984)	Dugger & Dobkin (1975); Melo & Brossi-Garcia (2005)	Vieira et al. (2017)	Present study
Species	M. acanthurus	M. carcinus	M. faustinum	M. heterochirus	M. olfersii	M. surinamicum	M. crenulatum
Locality		Jamaica, Westmoreland	Jamaica, St. Elizabeth	–	Brazil, SP	USA, Florida; Brazil, SP	Brazil, PA	Costa Rica, Limón
Size (mm)	Total length	2.25-2.35	2.0-2.1	1.85-1.95	2.208	1.72-1.77; 1.8-2.05	1.55-1.84	2.18
Structures	Trait
Antennule	Exopod (c.o.)	3 aest. + 1 seta + 1 pl.	3 aest. + 1 si. + 1 pl.	3 aest. + 1 si. + 1 pl.	3 aest. + 1 si. + 1 pl.	4 aest. + 1 pl.; 3 aest. + 1 pl.*	3 aest. + 1 si. + 1 pl.	4 aest. + 1 pl.
Antenna	Protopod spines	Absent**	Absent	–	1	Absent; 1	Absent	1
	Flagellum (c.o.)	1 si. + 1 pl.	1 si. + 1 pl.	1 si. + 1 pl.	1 si. + 1 pl.	2 si. + 1 pl.; 1 si. + 1 pl.	1 si. + 1 pl.	1 sp. + 1 pl.
	Scaphocerite articles	4 or 5	5	4 or 5	5*	5**; 6	6	5
	Scaphocerite (c.o.)	10 pl. + 1 si. + 1 seta	1 sp. + 10 pl. + 1 si.	10 pl. + 1 seta	11 pl. + 1 sp.	1 sp. + 10 pl. + 1 si.	10 pl.	1 sp. + 9 pl. + 2 si.
Table 1. Continued
Authors	Choudhury (1970)	Choudhury (1971)	Hunte (1980)	Vega-Perez (1984)	Dugger & Dobkin (1975); Melo & Brossi-Garcia (2005)	Vieira et al. (2017)	Present study
Mandible	Left mandible (c.o.)	Molar process with 4 or 5 small teeth, incisor process with 3 teeth	Molar process unarmed, incisor process with 4 teeth	Molar process with 2 protuberances, incisor process with 4 teeth	Molar process with 2 teeth, incisor process with 3 teeth	Molar process unarmed, incisor process with 3 teeth; Molar process unarmed, incisor process with 1 tooth and 1 pl.	Incisor process with 2 teeth	2 sp.
	Right mandible (c.o.)	Molar process with 2 protuberances, incisor process with 2 teeth	Molar process unarmed, incisor process with 2-3 teeth	Molar process with 2 protuberances, incisor process with 2 teeth	Molar process with 4 teeth, incisor process with 3 teeth	– ; Molar process unarmed, incisor process with 2 teeth and 1 si.	Incisor process with 1 larger tooth and several smaller teeth	Molar process unarmed, incisor process with 3 teeth
Maxilulle	Coxal endite (c.o.)	4 s.	4 s.	4 s.	4 or 5 si.	4 sp.; 0	4 si.	4 si.
	Basial endite (c.o.)	2 small teeth + 2 large teeth	2 small teeth + 2 large teeth + 1 seta	2 small teeth + 2 large teeth	5 sp.	4 sp.; 2 si.*	2 si.	5 si.
	Endopod (c.o.)	2 sp.	2 sp.	2 sp.	2 si.	2 sp.; 0	1 si.	2 si.
Maxilla	Coxal endite s.	4 pl.	4 pl.	3 pl.	4 pl. + 1 si.	2 si. + 2 pl.; 4 si.	4 pl.	1 si. + 3 pl.
	Basial endite proximal / distal lobe s.	2 pl. / 2 pl.	2 pl. + 1 si. / 2 pl. + 1 si.	2 pl.* / 2 pl.	2 pl. / 2 pl.	2 si. / 2 si.	3 pl. / 2 pl.	3 si. / 2 si.
	Palp proximal / distal lobe s.	2 s. / 1 pl.	2 pl. / 1 pl.	2 s.* / 1 si.	2 pl. / 1 pl.	1 si. + 1 pl. / 1 pl.; 2 si. / 1 si.	2 pl. / 1 pl.	2 si. / 1 pl.
First maxilliped	Basial s.	1 seta + 1 seta + 1 seta	3 si.	1 seta + 1 seta + 1 seta	4 or 5 si.	1 si.	0	1 si. + 2 si. + 1 si.
	Endopod (c.o.)	3 s.	3 sp.	3 s.	4 si.	3 si. + 1 si.; 3 si.	2 si. + 2 pl.	3 si.
	Exopod articles	Unarticled**	–	Unarticled**	Unarticled	2	Unarticled	Unarticled
	Exopod s.	4 pl.	4 pl.	4 pl.	4 pl.	2 pl. + 4 pl.; 4 pl.	4 pl.	4 pl.
Table 1. Continued
Authors	Choudhury (1970)	Choudhury (1971)	Hunte (1980)	Vega-Perez (1984)	Dugger & Dobkin (1975); Melo & Brossi-Garcia (2005)	Vieira et al. (2017)	Present study
Second maxilliped	Basial s.	0**	?	–	1 si.	1 si.	0	1 si.
	Endopod articles	4	?	4	4	3	3	3
	Endopod s.	0, 0, 1 pl. + 1 seta**, 1 claw + 2 s.	?	0, 0, 0, 1 sp. + 2 s.	0, 0, 2 pl., 2 or 3 si. + 1 pl.	0, 0, 2 si + 1 si.; 0, 1 pl., 2 si. + 1 pl.	0, 1 pl., 4 pl.	0, 1 pl., 4 si + 1 pl.
	Exopod articles	Unarticled**	?	–	Unarticled	2	Unarticled	Unarticled
	Exopod s.	4 pl.	?	–	4 pl.	2 pl. + 4 pl.; 4 pl.	4 pl.	4 pl.
Third maxilliped	Basial s.	0**	–	–	1 si.	0	0	0
	Endopod articles	4	4	4	4	3	3	4
	Endopod (c.o.)	0, 0, 1 seta**, 1 claw + 3 s.*	0, 0, 0, 1 sp. + 2 or 3 s.	0, 0, 0, 1 sp. + 2 s.*	0, 0, 2 or 3 pl., 2 si. + 1 pl.	0, 0, 3 si. + 2 si. + 1 pl.; 0, 1 si. + 1 pl.; 1 si. + 1 pl.	2 pl., 2 pl., 3 pl.	1 si., 1 si., 2 pl., 1 si + 2 pl.
	Exopod articles	Unarticled**	Unarticled	–	Unarticled**	2	Unarticled	Unarticled
	Exopod s.	4 pl.	4 pl.	–	4 pl.**	2 pl. + 4 pl.	4 pl.	4 pl.
Telson	Distal margin (c.o.)	7 + 7 pl., many small sp. between s.	7 + 7 pl., small sp. between 6 + 6 inner s.	7 + 7 pl., many small sp. between s.*	7 + 7 pl., small si. between pl.	7 + 7 plumose sp.; 1 + 1 si. (the innermost pair without setulae) and 6 + 6 pl.	7 + 7 pl., minute setae between 3 + 3 inner setae	7 + 7 pl., small sp. between 3 + 3 inner setae
	Last pair of (c.o.) (most lateral)	With setulae only on inner margin	With setulae only on inner margin	With setulae only on inner margin**	With setulae only on inner margin	With setulae only on inner margin	With setulae on inner and outer margins	With setulae only on inner margin

Mandibles (Fig. 3A, B): both rudimentary, lacking palp; right mandible with molar process smooth, and incisor process with 2 subterminal teeth and 1 terminal sharp tooth of varying sizes; left mandible with molar and incisor process not clearly defined, bearing 2 terminal spines, 1 smaller and 1 larger. Maxillule (Fig. 3C): coxal and basial endites with 4 and 5 terminal simple setae, respectively; endopod with 2 terminal simple setae. Maxilla (Fig. 3D): biramous; coxal endite with 4 setae, 1 simple and 3 plumose; basial endite bilobed, with 3 and 2 simple setae on proximal and distal lobes, respectively; endopod (or palp) bilobed, with 2 proximal simple and 1 terminal plumose seta; exopod (or scaphognathite) margin with 4 proximal plumose setae and 1 long terminal plumose process; microtrichia on margins of endopod and exopod.

First maxilliped (Fig. 3E): biramous; coxa without setae; basis with 4 short simple setae arranged 1 + 2 + 1; endopod unarticled with 3 terminal simple setae, 1 short and 2 long; exopod unarticled, with 4 long terminal plumose natatory setae; endopod approximately 3 times shorter than exopod. Second maxilliped (Fig. 3F): biramous; coxa without setae; basis with 1 short simple seta; endopod 3-articled, first with 0, second with 1 terminal plumose, and third with 5, 1 short proximal simple, 3 short terminal simple and 1 short terminal sparsely plumose setae, respectively; exopod unarticled with 4 long terminal plumose natatory setae; endopod slightly shorter than exopod.

Third maxilliped (Fig. 3G): biramous; coxa and basis without setae; endopod 4-articled, first article without setae, second with 1 short proximal simple, and 1 short subterminal simple, third with 2 long terminal plumose, and fourth with 3 terminal setae, 1 long simple, 1 short plumose and 1 long plumose; exopod unarticled with 4 long terminal plumose natatory setae; endopod and exopod of similar length. Pereiopods (Fig. 3H, I): first and second rudimentary and biramous, second slightly longer than the first; third, fourth and fifth absent. Telson (Fig. 2E): posterior bilobed region broader than the anterior, with 7 + 7 plumose setae, outer 2 plumose only in inner margin; minute spinules along the posterior margin and around the bases of 3 + 3 inner setae.

Remarks

The morphological description of Zoea I of Macrobrachium crenulatum enables the comparison among the first zoeae of closely related congeners as well as the definition of some morphological characteristics. All the species included in the comparison exhibit type I development, characterized by an extended larval development and an amphidromous life cycle (Bauer, 2013). This contrasts with type II development, which involves a partially abbreviated larval development and is common in freshwater species, and type III development, which is marked by a completely abbreviated larval development and is typical of species inhabiting mountain streams (Jalihal et al., 1993; Pileggi et al., 2014; Vieira et al., 2017). Adults of amphidromous species typically inhabit both freshwater and brackish environments, except for M. crenulatum, M. faustinum, and M. heterochirus, whose adults have been reported exclusively in freshwater (Holthuis, 1950; Hunte, 1980; Vega-Perez, 1984; Vieira et al., 2017).

Before comparing the morphology of the Zoea I among species, it is important to consider that most of the larval descriptions included in Table 1 were published at different times, each reflecting the research context on decapod larval morphology of that period. Thus, many of the current consensuses on terminology (e.g., Clark et al., 1998) postdate some of the descriptions examined. Moreover, recent studies employ more advanced technologies than those available in the 1970s, 80s and 90s, enabling, for example, more accurate and detailed descriptions of setal types and number of articles. Therefore, some inconsistencies were detected during the comparisons of the published descriptions. Thus, we aimed to distinguish true morphological differences of the larvae from inconsistencies likely resulting from the limited technological capabilities used in earlier studies. Although we kept the original terminology used by the authors in our table, in the following comparison we focus on taxonomic informative differences, highlighting instances where a variation may result from misinterpretation.

Macrobrachium crenulatum and M. olfersii have been considered part of the same species complex due to the high morphological similarity of adults (Rossi & Mantelatto, 2013; Villalobos-Figueroa, 1967). Their close phylogenetic relationship was later confirmed using molecular data by Pileggi et al. (2014) and, more recently, by Pantaleão et al. (2025). For M. olfersii, 2 larval descriptions of first zoea are available. Dugger and Dobkin (1975) provided the first, describing Zoea I of this species from females collected in Florida (USA). Later, Melo and Brossi-Garcia (2005) provided a description for hatched larvae of Macrobrachium birai Lobão, Melo & Fernandes, 1986, obtained from a female collected in São Paulo (Brazil). Subsequently, however, M. birai was regarded as a junior synonymous of M. olfersii by Pileggi and Mantelatto (2012). Thus, both studies are treated here as descriptions of the first zoeal stage of M. olfersii. Although generally similar, both descriptions show some differences in the number of cuticular outgrowths on the antennal flagellum, maxilla coxal endite, and maxilliped endopods. Considering that each study worked with larvae from distinct latitudes (USA and Brazil) with different temperature regimes and oceanographic dynamics, these differences may reflect plasticity in larval morphology, a phenomenon that has partially explored in the scientific literature (Sandifer & Smith, 1979; Thatje & Bacardit, 2000; Wehrtmann & Albornoz, 2003). For the comparison between M. crenulatum and M. olfersii, we focused only on features that are consistent across both descriptions of M. olfersii, avoiding traits that showed intraspecific variation. In Table 1, when differences are observed in the description of Zoea I of M. olfersii, data from both descriptions are presented (Dugger & Dobkin, 1975; Melo & Brossi-Garcia, 2005). 

The maxillipeds are considerably distinct between M. crenulatum and M. olfersii. They differ by the number of plumose setae on the third maxilliped exopod: Macrobrachium crenulatum presents only 4 terminal plumose setae, while the first zoea of M. olfersii has 2 subterminal plumose setae in addition to the 4 terminal ones. Moreover, the basis of the first maxilliped bears one simple seta in M. olfersii, but 4 (1 + 2 + 1) in M. crenulatum. Finally, it is important to mention that the larval description published by Dugger and Dobkin (1975) reports a difference in the number of articles on the exopod of maxillipeds: 2 in M. olfersii versus only one in M. crenulatum. However, aside from being absent in the description from Melo and Brossi-Garcia (2005), this apparent difference may result from a misinterpretation of the number of articles in maxilliped exopods of M. olfersii, since the presence of only 1 article appears to be a consistent pattern among American species of Macrobrachium, regardless of whether they exhibit type I development (e.g., M. carcinus, M. heterochirus and M. surinamicum) or type II (e.g., Macrobrachium iheringi [Ortmann, 1897] and Macrobrachium jelskii [Miers, 1877]) (Bueno & Rodrigues, 1995; Choudhury, 1970, 1971; Magalhães, 2000; Pantaleão et al., 2025; Vega-Perez, 1984; Vieira et al., 2017). 

Several morphological features can be used to distinguish the first zoeae of M. crenulatum and M. carcinus, 2 species whose geographic distributions partially overlap. Notably, these 2 species differ in the pattern of setae present on the endopod of the third maxilliped: M. crenulatum has setae on all 4 articles of the third maxilliped endopod (1, 1, 2, 1 + 2), while Zoea I of M. carcinus presents setae only on the last article (0, 0, 0, 1 + 2 or 3) (Choudhury, 1971). Analysis of the larval description of M. carcinus reveals possible inconsistencies in terminology. In several instances, the term “spine” is used to refer to a “seta” and vice-versa. Additionally, although illustrated, the second maxilliped of the first zoea of M. carcinus was not formally described, being mentioned only briefly within the description of the third maxilliped. These inconsistencies hinder a comprehensive morphological comparison and complicate phylogenetic inferences based on larval characters. Therefore, given the aforementioned issues related to technological advances and terminology standardization, we strongly recommend a redescription of the first zoeal stage of M. carcinus.

Macrobrachium heterochirus is a species closely related to M. crenulatum both geographically and phylogenetically (Pantaleão et al., 2025; Pileggi et al., 2014), and the adults are morphologically distinct enough to be readily distinguished. Zoea I of both species, in turn, differ on the setal pattern of maxilla, both in the number and type of setae on coxal and basial endites: Macrobrachium crenulatum has 4 setae, one simple and 3 plumose, on the coxal endite and 5 simple setae on the basial endite, whereas the first zoea of M. heterochirus bears 5 setae, 4 plumose and one simple, on the coxal endite, and the basial endite carries only 4 plumose setae. According to the descriptions, these species also differ in the number of aesthetascs on the antennule exopod: 4 in M. crenulatum, and 3 in M. heterochirus (Vega-Perez, 1984). However, this difference may reflect a misinterpretation. Possibly, the simple seta described by the author as part of antennule exopod of M. heterochirus could in fact be an aesthetasc, bringing the total to 4, as observed in other species such as M. crenulatum and M. olfersii. Similar misunderstandings regarding the number of aesthetascs of the antennule may also applied to the descriptions of M. acanthurus, M. carcinus, M. faustinum, and M. surinamicum.

Several morphological characteristics allow the distinction between Zoea I of M. crenulatum and M. acanthurus, both species occurring in Costa Rica (Fig. 1). One of the most conspicuous features for identification is the number of aesthetascs on the antennule (4 on the first and only 3 on the latter), although this difference may reflect a misinterpretation in the earliest description, which dates back 56 years (Choudhury, 1970). Additionally, M. crenulatum has a spine on the protopod of the antenna, which is absent in M. acanthurus. Another notable difference lies in the number of endopod articles of the second maxilliped: Macrobrachium crenulatum has 3, whereas M. acanthurus presents 4, and the setal pattern on this structure also differs (Table 1). Finally, the telson of M. crenulatum bears small spines between the 3 innermost plumose setae, while in M. acanthurus, spines are present between all the setae of the telson.

As with M. acanthurus, several traits can be used to distinguish Zoea I of M. crenulatum and M. faustinum (Table 1), species that are relatively close phylogenetically (Pantaleão et al., 2025). Notably, the number of aesthetascs present in the antennule differs, with M. crenulatum having 4 and M. faustinum only 3. As previously noted, this feature should be interpreted cautiously, as the older description may not be fully accurate in this regard. Additionally, the scaphocerite of M. faustinum lacks a spine present in the first larval stage of M. crenulatum, and the molar process of the right mandible in M. crenulatum is unarmed, whereas in M. faustinum it bears 2 protuberances (Hunte, 1980).

Finally, several larval characteristics can also be used to identify the first zoeae of M. crenulatum and M. surinamicum, species relatively closely related according to Pantaleão et al. (2025). The differences between the newly hatched larvae refer to the number of articles on the scaphocerite (5 in M. crenulatum and 6 in M. surinamicum), the number of spines on basial endite of maxillule (5 in M. crenulatum and 2 in M. surinamicum), and the position of setulae on the outer pair of setae of telson margin. In M. crenulatum, setulae occur only on inner margin of the outer pair of setae of the distal margin of the telson, whereas in M. surinamicum, they are present on both the inner and outer margins (Table 1). Interestingly, none of the other species with described Zoea I included in Table 1 have setulae on the outer margin of this pair of setae. Therefore, the phylogenetic significance of this trait warrants to be analyzed in future studies.

The present study represents a first step toward improving our knowledge of larval morphology of M. crenulatum. Although it focuses only on the first larval stage of a single brood of Macrobrachium species, the results contribute to a broader effort of providing larval descriptions for Neotropical species of the genus. This information offers valuable insights for both theoretical studies about the evolution of the morphology of Macrobrachium and practical applications in larval ecology and aquaculture research focused on larval development. Additionally, the investigation of the larval morphology of M. crenulatum helps to fill a gap in the larval descriptions of a lineage of species of Macrobrachium for which no larval data were previously available (Pantaleão et al., 2025). This line of research should be continued by describing the larvae of other species phylogenetically close to M. crenulatum, such as M. digueti and M. hancocki, to broaden our understanding of phylogenetic relationships among these freshwater shrimps. Finally, our results highlight the need for redescriptions of the first zoea of several species of Macrobrachium, aimed at updating the larval terminology and clarifying ambiguous characters, which would in turn facilitate morphological comparisons and phylogenetic analysis.

Identification key for the compared species of Macrobrachium with ELD from Neotropics based on morphological traits of Zoea I

1. First article of third maxilliped endopod with setae 2

1’. First article of third maxilliped endopod without setae 3

2. Scaphocerite with 5 articles; basial endite of maxillule with 5 spines; most lateral pair of setae of telson margin with setulae only on inner margin M. crenulatum

2’. Scaphocerite with 6 articles; basial endite of maxillule with 2 spines; most lateral pair of setae of telson margin with setulae both on inner and outer margins M. surinamicum

3. Basial endite of first maxilliped with more than 1 seta; endopod of third maxilliped with 4 articles 4

3’. Basial endite of first maxilliped with only 1 seta; endopod of third maxilliped with 3 articles M. olfersii

4. Scaphocerite with 10 plumose setae; first maxilliped endopod with 3 cuticular outgrowths 5

4’. Scaphocerite with 11 plumose setae; first maxilliped endopod with 4 cuticular outgrowths M. heterochirus

5. Scaphocerite with 12 cuticular outgrowths; maxilla coxal endite with 4 plumose setae 6

5’. Scaphocerite with 11 cuticular outgrowths; maxilla coxal endite with 3 plumose setae M. faustinum

6. Lobes of maxilla basial endite with 2 plumose setae each M. acanthurus

6’. Lobes of maxilla basial endite with 2 plumose setae and 1 simple seta each M. carcinus

Acknowledgements

This study is result of the course “Special Topics in Comparative Biology: Larval morphology and phylogenetic relationships in decapod crustaceans” under the responsibility of FLM and JAFP and as part of Postgraduate Program in Comparative Biology at Faculty of Philosophy, Sciences and Letters at Ribeirão Preto. The authors are grateful to the LBSC team, in special to Gabriel L. Bochini, who helped with some dissections and slide preparation. We acknowledge the financial support provided by Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) (Projetos Temáticos BIOTA Proc. 2010/50188-8 and INTERCRUSTA Proc. 2018/13685-5) and Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) (PPBio 07/2023 – Linha 8: Rede Costeira Marinha Proc. 442421/2023-0). FLM and ISW are thankful for the financial contribution supplied by CNPq (Proc. 491490/2004-6, 490353/2007-0, 490314/2011-2; 471011/2011-8) and CONICIT – Costa Rica (CII- 001-08, IQ-0001-11) during the development of the International Cooperative Project, which was crucial for the collection of the female with embryos and collaboration in the Brazil-Costa Rica research program. FLM thanks CNPq for an ongoing research grant (PQ 302706/2025-9). LOR and RP thank PhD grants provided by Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) (PROEX – Proc. 88887.804708/2023-00 and 88887.896987/2023-00, respectively). RP and LOR also thank the ongoing PhD fellowships by FAPESP (Proc. 2024/15232-9 and 2025/01018-8, respectively). The ovigerous female was collected under the collection and genetic access permit (Resolución No. 377 – Comisión Institucional de Biodiversidad de la Universidad de Costa Rica) to ISW. We also thank the anonymous reviewers and associate editor for their valuable comments, which improved the quality of the manuscript.

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Extensión del intervalo geográfico de Vallonia pulchella y primer registro de Vallonia cf. excentrica (Gastropoda: Valloniidae) en Chile continental

Marta E. Araya ^a, Juan A. Aliaga ^b, Gonzalo Collado ^c, Juan Francisco Araya ^d, *

^a Sin adscripción, Los Gladiolos 520, Caldera, Chile 

^b Universidad Tecnológica Metropolitana, Departamento de Química, Las Palmeras 3360, Ñuñoa, Santiago, Chile

^c Universidad del Bío-Bío, Facultad de Ciencias, Departamento de Ciencias Básicas, Avenida Andrés Bello 720, Chillán, Chile

^d Universidad de Concepción, Programa de Doctorado en Sistemática y Biodiversidad, Barrio Universitario s/n, Concepción, Chile

*Corresponding author: jfaraya@u.uchile.cl (J.F. Araya)

Received: 12 November 2024; accepted: 14 November 2025

Abstract

Non-native mollusk species can have significant ecological and economic impacts on invaded habitats. In recent decades, the number of non-native mollusks in Chile has steadily increased. This study reports the range expansion of Vallonia pulchella (Müller, 1774) and the first record of Vallonia cf. excentrica Sterki, 1893 in the country, using optical microscopy, scanning electron microscopy, and statistical analysis. The first species was found in Caldera (northern Chile) and in La Florida (Santiago, central Chile), while the latter was found only in the last locality. Vallonia pulchella is a potential intermediate host for parasitic worms that can affect local livestock, highlighting the need for sanitary control measures. The discovery of Vallonia cf. excentrica represents the first record of this species in South America.

Keywords:Alien species; Microgastropods; Morphological identification; New records; Terrestrial snails

Resumen

Las especies de moluscos no nativos pueden tener impactos ecológicos y económicos significativos en los hábitats invadidos. En las últimas décadas, el número de moluscos no nativos en Chile ha aumentado de manera constante. Este estudio documenta la expansión del rango de Vallonia pulchella (Müller, 1774) y el primer registro de Vallonia cf. excentrica Sterki, 1893 en el país, utilizando microscopía óptica, microscopía electrónica de barrido y análisis estadístico. La primera especie se encontró en Caldera (norte de Chile) y en La Florida (Santiago, centro de Chile), mientras que la segunda solo en esta última localidad. Vallonia pulchella es un huésped intermediario potencial para gusanos parásitos que pueden afectar al ganado local, lo que resalta la necesidad de medidas de control sanitario. El descubrimiento de Vallonia cf. excentrica representa el primer registro de esta especie en América del Sur.

Palabras clave: Especies exóticas; Microgasterópodos; Identificación morfológica; Nuevos registros; Caracoles terrestres

Introduction

Non-native mollusk species can cause significant ecological and economic impacts on invaded habitats (Darrigran et al., 2020; Lowe et al., 2000; Robinson, 1999; Sylvester & Sardiña, 2015). These species often disrupt local ecosystems by outcompeting native species for resources, altering food webs, and causing declines in biodiversity (Alonso et al., 2025; Collado et al., 2025; Vaughn, 2018). Their ability to rapidly colonize new areas can lead to changes in habitat structure and function, sometimes resulting in the loss of native species that are unable to compete with or adapt to the invaders. In addition, invasive mollusks can introduce new pathogens or parasites that harm local wildlife, livestock, and even humans (Cádiz et al., 2013; Collado et al., 2025).

During the last few decades, the introduction of non-native mollusks in Chile has steadily increased, with recent records of terrestrial and freshwater species on Easter Island and especially in the central region of the country (e.g., Cádiz & Gallardo, 2007; Cádiz et al., 2013; Collado, 2014, 2017; Darrigran et al., 2020; Kirch et al., 2009; Letelier et al., 2007). The number of non-native mollusks in Chile has grown from 13 species (Valdovinos-Zarges, 1999) to 34 species (Araya, 2015), including marine, freshwater, and terrestrial species. Of these, 20 are ground-dwelling terrestrial mollusks, making this the largest informal group of invasive species in any South American country, with numbers similar to those found in Argentina (Virgillito & Miquel, 2013). Most of these introduced species have a European origin, and some are known to negatively impact endemic biota, often by competing with or preying on native species, or acting as hosts for various parasites (Cádiz et al., 2013). Prevention and continuous monitoring are therefore essential to avoid the introduction and establishment of additional non-native species in new ecosystems. 

In the present study, as part of an ongoing investigation on the diversity of terrestrial mollusks in Chile (Araya, 2016; Araya & Aliaga, 2015; Miquel & Araya, 2013, 2015), we report the range extension of Vallonia pulchella (Müller, 1774) and the first record of Vallonia cf. excentrica Sterki, 1893 in continental Chile. The Global Biodiversity Information Facility (GBIF, 2024) database had previously reported V. pulchella in Easter Island, as well as in Caldera and Coquimbo in continental Chile (unpublished data). Vallonia pulchella, the lovely Vallonia, is Holarctic in origin (Hotopp et al., 2013) and has been documented as an introduced species in South Africa, Madagascar, Australia, New Zealand and several other Asian countries (Gerber, 1996; Herbert, 2010; Mitra et al., 2005; Robinson, 1999; Roll et al., 2009; Stanisic, 1998), as well as in Argentina, Brazil, Peru, and Uruguay in South America (Rumi et al., 2010; Virgillito & Miquel, 2013). In Chile, the species was first reported as introduced by Philippi (1885) from the area surrounding Santiago. Later, Lataste (1896, fide Porter, 1926) found this species in Linderos, south of Santiago. More recently, it was reported by PNUD (2014), although the specific location was not detailed. On the other hand, V. cf. excentrica, another Holartic species (Metcalf, 1984; Nekola, 2002), is reported here for the first time as an introduced species in the country and in South America.

Materials and methods

Snail specimens were hand-collected from wet soil in 2017 in 2 urban areas of continental Chile: Caldera in the north and La Florida in Santiago City, in the central region of the country. Snails were sorted out from 2 soil samples of about 500 g in each location. Adult specimens were photographed using a Motic SMZ-168 stereomicroscope equipped with a Moticam 2000 digital camera and measured with a millimeter ruler. Specimens were also examined using a Hitachi SU3500 scanning electron microscope (SEM). Prior to observation, the snails were immersed in a dilute sodium hypochlorite solution for 3 minutes, rinsed in distilled water, and air-dried.

Species identification was based on original descriptions and additional literature (Burch & Jung, 1988; Herbert, 2010; Sterki, 1893). To assess morphometric variation among introduced populations, we measured 6 shell variables: shell length (SL), shell width (SW), shell height (SH), aperture height (AH), aperture width (AW), and the distance from the umbilicus to the last body whorl (UBW). The data were log-transformed to assess normality and homoscedasticity. Since some variables did not meet these assumptions, we applied the nonparametric Mann-Whitney U test (M-W U) using PAST software V. 4.13 (Hammer et al., 2001). Additionally, we performed a principal component analysis (PCA) in PAST to investigate whether shell shape variation could distinguish between the 2 morphologically similar species in morphometric space. This analysis included 14 individuals from Caldera and 13 from La Florida assigned to V. pulchella, and 3 individuals assigned to V. cf. excentrica. Specimens from Caldera and La Florida smaller than 2 mm were excluded from the analysis. Voucher specimens were deposited in the Museo de Ciencias Naturales Profesor Pedro Ramírez Fuentes (MCNPPRF), Chillán, Chile, and the Laboratorio de Malacología y Sistemática Molecular, Universidad del Bío-Bío, Chillán, Chile (LMSM) (see Results).

Results

Stereomicroscope and SEM observations revealed the presence of 2 non-native species of the genus Vallonia in continental Chile (Figs. 1-4). 

Phylum Mollusca Linnaeus, 1758

Class Gastropoda Cuvier, 1797

Superfamily Pupilloidea W. Turton, 1831

Family Valloniidae E. S. Morse, 1864

Genus Vallonia Risso, 1826

Vallonia pulchella (Müller, 1774)

Figs. 1A-K, 3A

Material examined. 17 specimens from Caldera (27°04’ S, 70°49’ W) (LMSM 1-17), 18 specimens from La Florida (33°27’ S, 70°40’ W) (MCNPPRF 139–24, MCNPPRF 139-25, LMSM 3-18). 

Morphology. Shell with 3 1/8 whorls, fine axial striae (Fig. 1A, D, I), depressed, umbilicated, gray-white or corneous, translucent with a matte gloss. Adult shell diameter: 1.6-2.6 mm (Caldera), 1.3-2.4 mm (La Florida). Protoconch smooth (620 µm), with 1 1/8 whorls and a clear transition to the teleoconch (Fig. 3A). Round umbilicus (Fig. 1C, F, K), about 1/4 of the shell diameter. Near-circular aperture, slightly oblique (Fig. 1B, E, G, H, J), translucent peristome with a thickened lip in adults.

Remarks

Vallonia pulchella resembles Vallonia excentrica. Some authors consider V. excentrica to be a form of V. pulchella (Adams, 1906; Hubendick, 1950). Korte and Armbruster (2003) suggest that V. excentrica is paraphyletic, within the same clade as V. pulchella. However, V. pulchella can be distinguished by a higher spire, a less elongated umbilicus, and a translucent, thickened lip (in contrast, the lip of V. excentrica is white) (Sterki, 1893).

Vallonia cf. excentrica Sterki, 1893

Figs. 2A-F, 3B

Material examined. 3 specimens from La Florida (33°27’ S, 70°40’ W) (LMSM 1-3).

Morphology. Shell with about 3 1/8 whorls, fine axial striae (Fig. 2A-F), highly depressed, widely umbilicated, whitish or corneous, translucent. Adult size: 1.8-2.1 mm. Protoconch smooth (810 µm), 1 1/4 whorls (Fig. 3B), with clear transition to teleoconch. Round umbilicus (Fig. 2C, F), ~ 1/4 shell diameter. Subcircular to crescentic aperture, slightly oblique (Fig. 2B, E, J), thin lip.

Remarks

Vallonia excentrica is distinguished from V. pulchella by its larger protoconch (Fig. 3), lower spire, and sharp, smooth aperture lip (thickened in V. pulchella). The crescentic aperture and the absence of radial sculpture of ribs distinguishes this species from all other Vallonia species.

No statistical differences were found between V. pulchella populations from Caldera and La Florida in any shell variable (M-W U test: p > 0.05) (Table 1). The first 2 principal components (PCAs) explained 90.02% of the variation (PC1: 84.7%, PC2: 5.3%). Populations of V. pulchella exhibited substantial overlap in morphometric space but were clearly separated from V. cf. excentrica specimens (Fig. 4).

Discussion

In the present study, we report a range extension of V. pulchella and the first documented occurrence of V. cf. excentrica in Chile and South America. The statistical analyses confirmed our typological assignment of snails from Caldera and La Florida to V. pulchella. There were no significant differences in any shell variables between the 2 samples, and in morphometric space, individuals from both localities clustered as a single group. Moreover, the analysis revealed that these specimens are clearly separated from those assigned to V. cf. excentrica, supporting their distinction as separate species.

Previous records of V. pulchella from Chile refer to preserved specimens from Bosque de Ceibos, Anakena, housed in the Field Museum of Natural History (FMNH 312411 and 312412), Arlington, Virginia (unpublished data). In addition, samples from Coquimbo were identified by Bernhard Hausdorf (iNaturalist 42089250), and those from Caldera are preserved in the Museu de Ciències Naturals de Barcelona (MCNB-Malac MZB 89-0910) (GBIF, 2024).

Although Vallonia species have low vagility, they can be dispersed by birds, fish, water and human activities (Altaba, 2015; Boycott, 1934), in the latter case through the unintentional transport of plants, soil, or leaf litter (Schembri & Lanfranco, 1996). However, the means of introduction of Vallonia species to Chile remains unknown, as does the origin of the samples from Easter Island, Caldera, and Coquimbo. Their introduction into the country is most likely associated with human activity, given that both Caldera and Coquimbo are very active ports and Easter Island has a high influx of tourism. Due to the species’ wide distribution in Chile, a single introduction event seems unlikely.

Although we did not estimate the abundance of V. pulchella at the sampled sites, previous studies have reported densities ranging from fewer than 10 individuals/m² (Čejka & Hamerlik, 2009; Koralewska-Batura & Błoszyk, 2007) to up to 588 individuals/m² (Hermida et al., 1993). While we recorded only 3 individuals of V. cf. excentrica, this would represent the first record of the species as introduced in South America. However, this species has already been introduced to South Africa, Australia, and a great part of New Zealand (Barker, 1999).

Vallonia species are similar in size and shape (Gerber & Bössneck, 2009; Sterki, 1893). However, although V. pulchella and V. cf. excentrica are morphologically similar, they differ in the shape of the peristome lip, reflected and thickened in V. pulchella, but thin in the present V. excentrica specimens, and in protoconch size, which is larger in the latter species.

As an invasive species, V. pulchella could threaten livestock, particularly sheep and rabbits, as an intermediate host for nematodes such as Protostrongylus boughtoni (Goble & Dougherty, 1943), P. hobmaieri (Schulz et al., 1933), P. rufescens (Leuckart, 1865), and Varestrongylus pneumonicus (Bhalerao, 1932) (Grewal et al., 2003; Samson & Holmes, 1985). Continuous monitoring is essential to assess its spread. Due to its small size, adults, juveniles, and eggs, V. pulchella can be easily transported in soil and potted plants. Its iteroparous mode of reproduction and ability to self-fertilize could further contribute to its dispersal (Kuźnik-Kowalska & Proćków, 2016; Whitney, 1941). Given that most specimens were collected from plant litter and pots, the nursery trade could act as a dispersal vector, as seen with other small invasive snails (Forsyth, 2015).

The small size of Vallonia species may explain the limited number of records, as small non-native snails are often recognized only long after they have arrived (Hutchinson et al., 2014). The new records presented in this study extend the known distribution of V. pulchella in South America and provide the first documented record of V. cf. excentrica in Chile and South America. However, these species are probably present elsewhere in the country, especially in the central region, where human population density is higher.

Table 1

Mann-Whitney U test results between Vallonia pulchella specimens collected in Caldera (northern Chile) and La Florida (central Chile). Shell length (SL), shell height (SH), shell width (SW), aperture height (AH), aperture width (AW), body whorl length (BWL), and the distance from the umbilicus to the last body whorl (UBW). Standard deviation: S.D.

Shell variable	Caldera (n)	Mean (±S.D.)	La Florida (n)	Mean (±S.D.)	U	p-value
SL	14	2.3 (± 0.2)	13	2.2 (± 0.1)	72.0	0.3549
SH	14	1.8 (± 0.1)	13	1.8 (± 0.1)	87.5	0.8736
SW	14	1.1 (± 0.1)	13	1.0 (± 0.1)	79.0	0.5483
AH	14	1.0 (± 0.1)	13	1.0 (± 0.1)	79.0	0.5358
AW	14	1.0 (± 0.1)	13	1.0 (± 0.1)	75	0.4097
UBW	14	1.3 (± 0.1)	13	1.2 (± 0.1)	73	0.3453

It is also important to note that, although V. pulchella and V. cf.excentrica have been considered conspecific by some authors (e.g., Sterki, 1893), our study demonstrates that they are distinct species, based on clear morphological differences, particularly in the form of the lip and protoconch. Nevertheless, a comprehensive and integrative taxonomic revision of both species is still needed to fully resolve their relationship.

Acknowledgments

We thank Cristian Suárez for assistance with the SEM observations. We also thank FONDEQUIP Program (No. EQM-140088) and the anonymous reviewers. JFA also acknowledges the ANID doctoral fellowship 21180344, which supported the first 2 years of his doctoral studies.

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Epicoccum zapotae: una especie nueva aislada de frutos de Manilkara zapota en el centro de México

Limni Silday Ramírez-Gallegos ^a, Laura Navarro-de la Fuente ^b, Ángel Trigos ^b, Irene Lagunes ^b, * 

^a Universidad Veracruzana, Centro de Investigación en Micología Aplicada, Doctorado en Micología aplicada, Calle Médicos 5, U.H. Del Bosque, 91010 Xalapa, Veracruz, Mexico 

^b Universidad Veracruzana, Centro de Investigación en Micología Aplicada, Calle Médicos 5, U.H. Del Bosque, 91010 Xalapa, Veracruz, Mexico 

*Corresponding author: roslagunes@uv.mx (I. Lagunes) 

Received: 07 October 2024; accepted: 03 November 2025

Abstract

The genus Epicoccum exhibits substantial intraspecific morphological and genetic diversity, which has made it difficult to correctly identify and delimit species on the basis of morphological characteristics alone. Against this background, this study was aimed to report the morphological and molecular identification of a new species belonging to the genus Epicoccum, isolated from sapodilla fruit (Manilkara zapota) in Veracruz, Mexico, named E. zapotae. The morphological characteristics and the phylogenetic analysis of the concatenated sequences of LSU, ITS, and β-TUB support the fact that the isolate is a new species of the genus Epicoccum. This discovery contributes to the knowledge of the diversity of Epicoccum species in tropical ecosystems.

Keywords: Didymellaceae; Epicoccum;Morphology; Phylogenetic; Sapodilla fruit

Resumen

El género Epicoccum presenta diversidad morfológica y genética intraespecífica considerable, lo cual ha dificultado la correcta identificación y delimitación de especies con base únicamente en características morfológicas. En este contexto, el objetivo de este estudio fue reportar la identificación morfológica y molecular de una especie nueva perteneciente al género Epicoccum, aislada del fruto chicozapote (Manilkara zapota) en Veracruz, México, denominada Epicoccum zapotae. Las características morfológicas y el análisis filogenético de las secuencias concatenadas de LSU, ITS y β-TUB respaldan el hecho de que el aislado es una nueva especie del género Epicoccum. Este descubrimiento contribuye al conocimiento de la diversidad de especies de Epicoccum en ecosistemas tropicales.

Palabras clave: Didymellaceae; Epicoccum;Morfología; Filogenética; Fruto del chicozapote

Introduction 

The genus Epicoccum belongs to the Didymellaceae family. It exhibits substantial intraspecific morphological and genetic diversity. It can be found in the air, soil, water, and various parts of plants including flowers, branches, leaves, and bark (Chen et al., 2017; Fávaro et al., 2011; Lee et al., 2020; Li et al., 2022). More than 70 species of the genus Epicoccum have been described, of which 5 species (E. dendrobii, E. layuense, E. mezzettii, E. minitans, and E. nigrum) have demonstrated biocontrol activity against phytopathogens (Braga et al., 2018; Taguiam et al., 2021). Species of this genus may exhibit a saprophytic (Braga et al., 2018), phytopathogenic (E. nigrum and E. sorghinum) (Chen et al., 2017; Taguiam et al., 2021) or endophytic lifestyle, the latter having isolated compounds with antioxidant, anticancer and antimicrobial activities (Braga et al., 2018; Taguiam et al., 2021).

The genus Epicoccum was originally established by Link (1816) based on observations of sporodochia in dry plant stems, with the following diagnosis: compact globose stroma dotted with subglobose spores. Link (1816) described the type species E. nigrum, however, his diagnosis was unsatisfactory and generated confusion (Schol-Schwarz, 1959). Subsequently, many species belonging to this genus were described, based on the fungus characteristics in its natural habitat, and therefore, they were named of the plant species from which the specimen was isolated (Schol-Schwarz, 1959).

Schol-Schwarz (1959) conducted a thorough review of the Epicoccum genus, examining 70 specimens displaying a variety of hues, including red, yellow, or olive, alongside an additional 96 specimens from herbaria around the world. Despite this extensive examination, an incomplete diagnosis was noted with descriptions that were primarily based on the fungus’s original habitat characteristics and lacking the spore size measurements. For this reason, Schol-Schwarz (1959) considered the genus misclassified, concluding that color could not be used as a reliable taxonomic character, due to its susceptibility to various abiotic factors such as medium, light, pH, etc.; thus, no valid basis remained for splitting the genus into separate species, despite its wide range of conidial dimensions and cultural characters. Consequently, the entire genus was reduced to the single variable species E. nigrum (Kilpatrick & Chilvers, 1981).

Noting the lack of molecular evidence to support Schol-Schwarz´s classification, Wang and Guo (2004) performed the molecular identification of 45 E. nigrum isolates by amplifying the 5.8S gene and flanking internal transcribed spacer regions (ITS1 and ITS2) of the nuclear ribosomal DNA. They found that E. nigrum could comprise more than 1 species, ultimately concluding that conidial size and colony color should not be used as reliable taxonomic characteristics in the identification of E. nigrum. Later, Fávaro et al. (2011) acknowledged the need to reevaluate the classification of E. nigrum as a single variable species and many sequences deposited as E. nigrum in the GenBank database and fungal strains cultures many of which should be reclassified. Accurate species identification has long been challenging due to its heavy reliance on host plant morphology and association (Chen et al., 2015). 

Therefore, taxonomic studies based on multilocus phylogeny using LSU, ITS, rpb2 and tub2 sequences in combination with morphological differences, allowed revising the classification within the Didymellaceae family, including the genus Epicoccum, providing a relatively robust phylogenetic basis for taxon delineation (Aveskamp et al., 2010; Braga et al.,2018; Chen et al., 2015; Chen et al., 2017). Currently, 18 Epicoccum species are accepted with their correct morphological and molecular identification (Braga et al., 2018). In this context, this study was aimed to report the morphological and molecular identification of a new species belonging to the genus Epicoccum. 

Materials and methods

Sapodilla fruits were collected during May-June 2017 from 10-12 tall Manilkara zapota trees in one ~ 1 ha orchard close to the village of Apazapan, Veracruz, Mexico. Fruit samples were transported to the laboratory at the Centro de Investigación en Micología Aplicada (CIMA), Universidad Veracruzana. The samples were washed with running tap water to remove residual soil, afterwards the fruits were cut into small pieces (0.5 cm²), disinfected with 2% sodium hypochlorite for 30 seconds, and washed twice with sterile water. The disinfected samples were transferred onto Petri dishes containing Potato Dextrose Agar (PDA) medium (MCD LAB, San Jacinto Amilpas, Oax, MX) with 0.2 g/L chloramphenicol. The Petri dishes were incubated in dark conditions at 25 ± 2 °C for 2-3 days until mycelial growth was developed from the samples. Newly developed mycelia were immediately transferred to fresh PDA plates and incubated under the same conditions for fungal isolation. To ensure the purity of the fungal isolate, monosporic cultures were developed by cutting hyphal tips under a stereoscopic microscope (Leica EZ4), transferred to PDA plates and incubated under the same conditions established. 

Culture characteristics were determined after 14 days of cultivation at 25 ± 2 °C on PDA. Colony diameters were measured after 7 days in incubation. The hyphae and reproductive structures produced on PDA were morphologically identified using an optical microscope at 100 × magnification. The mycelium was mounted on a microscope slide with a drop of lactophenol blue solution; the diameter of the conidia was measured (n = 100), means and standard errors (SE) were calculated, with extreme values shown in parentheses. The reproductive structures were identified using the taxonomic keys reported by Barnett and Hunter (1972). The holotype specimen (CM-CNRG 1003, dried agar plate culture) was deposited in the Microorganism Collection of the National Institute of Forestry, Agricultural and Livestock Research (INIFAP) in Mexico. 

Genomic DNA was extracted from 14 days old mycelium grown on PDA according to Liu et al. (2000). The internal transcribed spacer region (ITS) of the nuclear ribosomal DNA (nrDNA) gene, the partial large subunit (LSU) nrDNA gene, and the β-tubulin (TUB) gene were amplified. PCR was performed using the primers listed in Table 1. DNA was amplified in a SureCycler 8800 thermal cycler with the same conditions for each gene, only the annealing temperature varied. The reaction mixture was incubated as follows: initial denaturation at 94 °C for 3 min, followed by 34 cycles at 94 °C for 1 min, the annealing temperatures are shown in Table 1, extension at 72 °C for 1 min, followed by a final extension at 72 °C for 10 min. The amplifications were purified using the Wizard® SV Gel and PCR System Clean-Up kit and sent to Labsergen Langebio (Cinvestav, Irapuato, Gto., Mexico) for sequencing on an AB3770 capillary sequencer. 

Consensus sequences were created with BioEdit software (Hall, 1999) and were compared in the GenBank nucleotide sequence database (Benson et al., 2017) using BLAST search software (Zhang et al., 2000) to confirm the genus and percentage of identity. Closely related species sequences and our newly obtained sequences (Table 2) were incorporated into sequence datasets independently for each molecular marker using PhyDE v.0.9971 Phylogenetic Development (Müller et al.,2010). Each dataset was independently aligned using the MAFFT online service (Katoh et al., 2019). Inconsistencies were manually adjusted using the MESQUITE 3.61 phylogenetic data editor (Maddison & Maddison, 2019), the same program with which the concatenated ITS + LSU + TUB sequences dataset were integrated. The GTR + G nucleotide substitution model was selected using the jModelTest v.2.1.4 program (Darriba et al., 2012) according to the Akaike Information Criterion (AIC). The concatenated aligned dataset was analyzed using Maximum Likelihood (ML) and Bayesian Inference (BI). The ML analyses were conducted with RAxMLGUI2.0 (Edler et al., 2020) using 1,000 bootstrap replicates, the robustness of the analyses was evaluated by bootstrap support (BS) values. Bayesian Inference analyses were performed on MrBayes v.3.2.1 software, using the substitution model selected for each matrix by jModelTest, based on the Akaike Information Criterion (AIC) (Table 3), with 4 Markov Chains Monte Carlo (MCMC) and 1 million generations (Ronquist et al., 2012). The ITS, LSU and TUB sequences generated in this study were deposited in the GenBank database under the accession numbers provided in the taxonomic section.

The Genealogical Concordance Phylogenetic Species Recognition (GCPSR) model (Taylor et al., 2000) was used to delimit the fungal species and analyze phylogenetic relationships among closely related taxa. Recombination levels within these phylogenetically proximate species were assessed through the calculation of the pairwise homoplasy index (PHI) using the SplitsTree4 software (Huson, 1998; Huson & Bryant, 2006). A concatenated dataset including ITS, LSU, and TUB was used for the analyses. Splits graphs were generated in SplitsTree4 utilizing both the Log-Det transformation and splits decomposition options, facilitating the visualization of the phylogenetic relationships among the species. Interpretation of a pairwise homoplasy index value falling below the 0.05 significance threshold (Φw < 0.05) was taken to signify the presence of recombination within the analyzed dataset.

Table 1

Primers and annealing temperatures used in the PCR amplifications step.

Locus	Primer	Primer DNA sequences (5´–3´)	Annealing T (°C) / Time (s)	Reference
ITS	ITS1F	CTTGGTCATTTAGAGGAAGTAA	53/45	Gardes & Bruns, 1993; White et al., 1990
	ITS4	TCCTCCGCTTATTGATATGC
LSU	LR0R	ACCCGCTGAACTTAAGC	55/60	Vilgalys & Hester, 1990
	LR7	TACTACCACCAAGATCT
TUB	TUB1	AACATGCGTGAGATTGTAAGT	57/60	Woudenberg et al., 2009
	TUB22	TCTGGATGTTGTTGGGAATCC

Table 2

Species and GenBank accession number of sequences used for the construction of the phylogenetic tree.

Species	Voucher	Country	GenBank accession number
			ITS	LSU	TUB
E. brahmansense	CBS:990.95	Papua New Guinea	MN973514	MN943720	MT005614
E. brahmansense	CBS 985.95	Papua New Guinea	MN973513	MN943719	MT005613
E. camelliae	LC:4862	China	KY742092	KY742246	KY742334
E. dendrobii	LC:8145 T	China	KY742093	KY742247	KY742335
E. draconis	CBS 186.83	Rwanda	GU237795	GU238070	GU237607
E. duchesneae	CBS 218.81	India	MN972935	MN973322	MN983950
E. duchesneae	LC:5139 T	China	KY742095	KY742249	KY742337
E. hordei	LC:8149	Australia	KY742098	KY742252	KY742340
E. hordei	LC:8148 T	Australia	KY742097	KY742251	KY742339
E. huancayense	CBS:105.80	Peru	MH861244	MH873016	GU237615
E. huancayense	CBS 390.93	Peru	GU237857	GU238085	GU237616
E. layuense	LC:8155 T	China	KY742107	KY742261	KY742349
E. mezzettii	CBS 173.38	Italy	MN973496	MN943701	MT005596
E. mezzettii	CBS 238.59	No data	MN973494	MN943699	MT005594
E. multiceps	CBS:119734	Brazil	MN973512	MN943718	MT005612
E. nigrum	CBS 173.73	USA	FJ426996	GU237975	FJ427107
E. nigrum	CBS 125.82	Netherlands	FJ426995	GU237974	FJ427106
E. oryzae	CBS:174.34	Japan	MN973500	MN943705	MT005600
E. oryzae	CBS:173.34	Japan	MN973499	MN943704	MT005599
E. ovisporum	CBS 180.80 T	No data	NR158228	NG069492	FJ427174
E. plurivorum	CBS 558.81	New Zealand	GU237888	GU238132	GU237647
E. poaceicola	CBS:987.95	Papua New Guinea	MN972955	MN973343	MN983969
E. poae	LC:8161	USA	KY742114	KY742268	KY742356
E. poae	LC:8160 T	USA	KY742113	KY742267	KY742355
E. proteae	CBS:114179 T	South Africa	MH862956	MH874519	LT623230
E. tobaicum	JCK-CSHF10	South Korea	MW368670	MW368670	MW392085
E. variabile	CBS:119733	Brazil	MN973501	MN943706	MT005601
E. viticis	CGMCC 3.18344 T	China	NR158267	NG069447	KY742360
E. zapotae	CM-CNRG 1003	Mexico	OQ333010	OQ333009	OQ330858
D. americana	CBS 185.85	USA	FJ426972	GU237990	FJ427088

^T Indicates type strains

Table 3

The nucleotide substitution model for each matrix obtained by jModelTest based on the Akaike Information Criterion. 

Locus	Length	Substitution model	MrBayes parameters (Nst-rates)
ITS	455 pb	TIM2 + I + G	6-invgamma
LSU	765 pb	TrN + I + G	6-invgamma
TUB	330 pb	TIM3 + G	6-gamma

Description 

Epicoccum zapotae L. Navarro & L. Ramírez sp. nov. (Fig. 1)

Diagnosis: dark sporodochia, conidia dark pigmented, globose or obovoid with radial separation and a verrucous outer surface. Compared to other species in the genus, colonies growth on PDA exhibits a distinctive pink pigmentation.

Sexual morph: not observed. 

Asexual morph: Sporodochia aredark. Conidiophores are compact or loose, and light brown. Conidia dark pigmented, globose or obovoid with radial septation and a verrucous outer surface, with an average size 10.48 ± 1.64 µm (8.5-13.4 µm) (Fig. 2).

Culture characteristics: Colonies on PDA measured 33 ± 2 mm in diameter after 7 days, furrowed and circular with filamentous margin and flattened aerial mycelia. The central region of the colonies appears light pink, surrounded by concentric rings of intense pink coloration. 

This strain was deposited at Colección de Microorganismos del Centro Nacional de Recursos Genéticos (CNRG), Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP), Tepatitlán de Morelos, Jalisco, Mexico, under accession number CM-CNRG 1003.

Taxonomic summary

Mycobank number: MB 853124 

GeneBank: OQ333010 (ITS), OQ333009 (LSU), OQ330858 (B-TUB)

Type: Mexico, Veracruz State: Apazapan (19°20’17.16” N, 96°43’54.12” W, 300 m), isolated from the fruit of M. zapota, June 2017, Holotype, CM-CNRG 1003.

Etymology: zapotae, referring to the host plant species (Manilkara zapota) from which it was isolated. 

Remarks

Phylogenetic tree constructed from concatenated ITS + LSU + TUB sequences of 30 different species, with a final length of 1,550 characters including gaps. Sequences of Didymella americana CBS 185.85 were selected as outgroup (Table 2, Fig. 3). Branches of the phylogenetic tree are labeled with their respective bootstrap values (BS) and the Bayesian posterior probabilities (BPP). Our consensus phylogenetic tree generated from the ML analysis with BS/BPP values robustly supports (BS = 98 / BPP = 1) the assignment of our isolate as an independent species within the Epicoccum genus, positioned as a sister taxon to E. dendrobii (Fig. 3). 

Application of the GCPSR analysis to our dataset yielded a PHI value of 0.5502 (Fig. 4). This outcome suggests that there is no substantial evidence of recombination occurring between E. zapotae and its related taxa. These results indicate that the E. zapotae isolate is distinctly differentiated from E.dendrobii and there is no indication of recombination events between them.

The robustness of BS/BPP values 98/1 supports the placement of E. zapotae as a sister species to E. dendrobii. This relationship forms a distinct clade, positioned adjacent to E. layuense, E. mezzettii, E. nigrum, E. oryzae, E. poae, and E. tobaicum. 

Epicoccum dendrobii exhibits the closest genetic proximity to E. zapotae. Although E. zapotae shares general morphological traits with other Epicoccum species, distinct features support the classification of E. zapotae as a separate species. Conidia of E. dendrobii are multicellular-phragmosporous, verrucose, subglobose-pyriform, brown, with a basal cell, 11-19 µm diam (Chen et al., 2017). In contrast, conidia of E. zapotae are smaller, ranging from 8.84-12.12 µm diam. Additionally, the radial growth rate of E. dendrobii on PDA at 25 °C reaches 34-38 mm diam after 7 days. There is also a significant difference in culture characteristics on PDA between the 2 species, colonies of E. dendrobii display a regular margin, with flat aerial mycelia felty to floccose in texture, white to buff in color, becoming olivaceous near the center (Chen et al., 2017). In contrast, colonies of E. zapotae show slower growth on PDA (31-35 mm) for 7 days and their colonies are distinguished by their intense pink color (Table 4). 

Table 4

Comparative morphological characteristics between E. dendrobii and E. zapotae. Data for E. dendrobii adapted from Chen et al. (2017).

Characteristic	E. dendrobii	E. zapotae
Conidia	Multicellular-phragmosporous, verrucose, subglobose-pyriform, brown	Dark pigmented, globose to obovoid with radial separation and a verrucous outer surface
Conidial diameter	11-19 µm	8.84-12.12 µm
Colony margin (PDA)	Regular	Furrowed and circular
Aerial mycelium (PDA)	Felty to floccose	Flattened
Colony color (PDA)	Beige	Pink
Colony diameter (7 days)	34-38 mm	31-35 mm

Epicoccum dendrobii has been reported to cause black leaf spots on Dendrobium fimbriatum (Chen et al., 2017). However, E. zapotae was isolated from sapodilla fruits without visible disease symptoms; therefore, it was probably plant-associated as an endophytic fungus, that can grow asymptomatically within plant tissues (Wen et al., 2022). The ability of endophytic fungi to produce bioactive compounds with biomedical applications has been widely explored (Hashem et al., 2023). In particular, from Epicoccum sp. known as an endophyte of Theobroma cacao, the bioactive compounds epicolactone, epicoccolide A and epicoccolide B have been isolated (Talontsi et al., 2013). Therefore, E. zapotae represents an opportunity for mycochemical studies aimed at exploring the biomedical potential of the bioactive compounds it produced. 

Our phylogenetic and morphological analysis, as well as the results from the GCPSR analysis confirm that our isolate, despite its greater genetic proximity to E. dendrobii, presents distinct morphological differences ranging from the size and shape of the conidia to their growth on PDA. This demonstrates that our isolate represents a new species of the genus Epicoccum. 

Our comprehensive morphological and molecular analyses have led us to conclude that fungal isolate recovered from the M. zapota fruit, is a new species within the genus Epicoccum which we report as E. zapotae. This discovery represents the first report of E. zapotae isolated from the sapodilla fruits in Veracruz, Mexico, and provides an opportunity for bioprospecting studies aimed at exploring its pharmaceutical potential.

Acknowledgements 

This research was supported by Secretaría de Ciencia, Humanidades, Tecnología e Innovación (Secihti), formerly Conahcyt (FORDECYT PRONACES CF/304020 project) and the Universidad Veracruzana (UV-CA-354). L.S.R-G thanks Secihti for the predoctoral grant 802758.

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Filogenia basada en COI y caracterización morfológica de una población brasileña de Lambornella trichoglossa (Ciliophora: Tetrahymenidae)

Vítor Ribeiro-Halfeld * 

Universidade Federal de Juiz de Fora, Laboratório de Protozoologia, Rua José Lourenço Kelmer, s/n, São Pedro, Juiz de Fora, 36033-900 Minas Gerais, Brazil 

*Corresponding author: ribeirohalfeldv@gmail.com (V. Ribeiro-Halfeld)

Received: 28 July 2025; accepted: 22 October 2025

Abstract

In this work, the morphological characterization and molecular phylogeny (SSU rDNA and COI) of Lambornella trichoglossa Foissner, 2003, found in phytotelmata environments in southeastern Brazil is presented. The morphological study performed with silver impregnation techniques demonstrated parameters similar to those recorded in the type population, and additional new information was also obtained, including the conjugation process and the occurrence of specimens with an increased number of caudal cilia. The phylogenetic reconstructions based on both markers suggest the inclusion of L. trichoglossa in the genus Tetrahymena Furgason, 1940. The COI sequence obtained in this work is the first mitochondrial sequence of the genus Lambornella deposited in GenBank and published in a scientific article.

Keywords: Tetrahymena; Phytotelmata; Molecular phylogeny

Resumen

En este trabajo se realizó la caracterización morfométrica y la filogenia molecular (SSU rDNA y COI) de Lambornella trichoglossa Foissner, 2003, encontrada en ambientes de fitotelmata en el sureste de Brasil. El estudio morfológico realizado con técnicas de impregnación de plata demostró parámetros similares a los registrados en la población tipo y también se obtuvo nueva información adicional, incluyendo el proceso de conjugación y la presencia de especímenes con un mayor número de cilios caudales. Las reconstrucciones filogenéticas basadas en ambos marcadores sugieren la inclusión de L. trichoglossa en el género Tetrahymena Furgason, 1940. La secuencia COI obtenida en este trabajo es la primera de tipo mitocondrial del género Lambornella depositada en GenBank y publicada en un artículo científico.

Palabras clave: Tetrahymena; Fitotelmas; Filogenia molecular

Introduction

The genus Lambornella has its systematic history marked by alterations. The type species, Lambornella stegomyiae Keilin, 1921, is a mosquito (Diptera, Culicidae) parasite. It was reclassified in the genus Tetrahymena Furgason, 1940 by Corliss (1960). However, the description of Lambornella clarki Corliss, 1976, another parasitic species, revalidated the genus, indicating the formation of cuticular cysts and the number of post-oral kineties as diagnostic features. Nevertheless, Strüder-Kypke et al. (2001) suggested the non-validity of the genus Lambornella once again, due to its position within the Tetrahymena clade, based on phylogenetic analyses inferred from small subunit ribosomal DNA (SSU). Results presented by Bourland and Stüder-Kypke (2010), and Dunthorn et al. (2012), also based on SSU sequences, demonstrated a similar grouping. 

Lambornella trichoglossa Foissner, 2003 is the only free-living species of the genus. It occurs endemically in phytotelmata environments (Foissner, 2003). Despite the recurrent records in the Neotropical region (Buosi et al., 2014, 2015; Durán-Ramírez et al., 2015; Foissner, 2003; Foissner et al., 2003), no studies have investigated Lambornella’s phylogenetic position based on mitochondrial markers. According to Chantangsi and Lynn (2008), the mitochondrial gene cytochrome c oxidase-subunit I (COI) is effective in elucidating recent phylogenetic events in the genus Tetrahymena. In this context, the present work aimed to investigate the molecular phylogeny of L. trichoglossa based on the mitochondrial marker COI. Morphological analysis of the specimens was also performed in order to confirm specific identification and investigate possible morphological variation.

Materials and methods

One hundred milliliters of phytotelmata content were collected from 12 bromeliads belonging to Portea petropolitana at the Botanical Garden of the Federal University of Juiz de Fora (21°43’74” S, 43°22’06” W), in September, 2019. On the same day of collections, the samples were analyzed under a stereoscopic microscope with transmitted light. Active ciliates were picked with glass micropipettes and processed, according to Foissner (2014), to perform silver carbonate and dry silver nitrate impregnation techniques. From the collection day, over a period of 7 days, 20 specimens of L. trichoglossa were screened from the samples and measured in vivo to check for possible alterations in body length. Obtained data were analyzed using the Shapiro-Wilk normality test, and the means recorded on the first and seventh days were compared using the Student’s t-test. All statistical analyses related to the morphological data were conducted using PAST software, version 4.03 (Hammer et al., 2001). 

Thirty specimens of L. trichoglossa were picked from the samples and fixed in absolute ethanol for molecular analysis. Total DNA extraction was performed using the Blood and Tissue kit (Qiagen®), following the manufacturer’s guidelines. Primers F388dT and R1184dT (Strüder-Kypke & Lynn, 2010) were used to amplify the COI gene in 25-microliter reactions. The SSU marker was also sequenced for comparison with the type population. Therefore, primers 18S F9Euk and 18S R1513 (Schrallhammer et al., 2013) were used.

PCR products were visualized in a 1% agarose gel and purified using the QIAquick PCR Purification Kit (Qiagen®), following the manufacturer’s guidelines. Subsequently, the material was sent for sequencing according to the Sanger method in 7 µl reactions, using the M13 forward and M13 reverse primers (Messing, 1983) for COI, and 18S R536, 18S F783, 18S F919, and 18S R1052 for SSU (Modeo et al., 2006). Sequencing reactions were performed on an ABI PRISM® 3100 sequencer (Applied Biosystems).

Obtained sequences were added to the respective datasets, jointly with COI and SSU sequences of approximately 20 species of the genus Tetrahymena, as well as outgroups obtained from GenBank accessed in May 2025. Sequences were aligned using MAFFT software, version 7 (Katoh et al., 2017). The resulting alignment was edited in the GBlocks platform, version 0.91b (Talavera & Catresana, 2007). The determination of the best nucleotide substitution model (GTR + G + I to COI, and TN93 + G to SSU) was performed with the aid of MegaX software (Kumar et al., 2018), using the maximum likelihood method, considering all sites. The maximum likelihood phylogenetic analysis was inferred using RAxML software, version 8 (Stamatakis, 2014), at its default settings, with 500 bootstrap replicates for COI, and 1,200 for SSU. The evolutionary distances of COI and SSU sequences were computed in Mega X, using the Kimura 2-parameter method (Kimura, 1980). A third dataset with 74 COI sequences of Tetrahymena species was prepared, in addition to outgroups, with the aim of performing the pairwise distance calculations with a greater number of species (Supplementary material). For this analysis, the Maximum Composite Likelihood model (Tamura et al., 2004) was used, with the aid of MegaX (Kumar et al., 2018).

Results

Table 1 presents the morphological data obtained. Morphological characterization of the L. trichoglossa population analyzed in this study resembles the type population described by Foissner (2003), presenting slightly higher values for body size and the number of somatic kineties. However, postoral kineties appear in lower numbers. Another important morphological characteristic distinct from the type population detected in the present study was the occurrence of specimens with a greater number of caudal cilia (Fig. 1h). These organisms have a complex of caudal cilia, as shown in Figure 1h and Supplementary material. However, they were not included in the morphological statistical analysis due to the unsatisfactory results of the impregnation techniques in their oral and some somatic structures. Opportunely, conjugating forms of L. trichoglossa were recorded, which is unprecedented for the species (Fig. 1a). The temporal analyses on body length performed demonstrated a significant decrease in the average size of the organisms over 7 days (Fig. 2, Table 2).

The obtained SSU sequence was deposited in GenBank with accession number MN567691. It matches 99.97% of the type population’s sequence (AJ810078) (Table 3). The phylogenetic reconstruction inferred by the maximum likelihood method revealed that the new sequence is grouped with L. trichoglossa (AJ810078), T. corlissi (U17356), and T. berger (AF364039) (Fig. 3).

Lambornella trichoglossa’s COI sequence was deposited in GenBank with accession number MN477017. It has 774 nucleotides, with the following percentage of bases: A = 33%, C = 12%, G = 13.4%, and T = 41.6%. Phylogenetic reconstruction using the maximum likelihood method demonstrated L. trichoglossa clustering in a clade with the same topology revealed by the SSU phylogeny; it also grouped with T. corlissi (EF070279) and T. bergeri (EF070270) with a support value of 86%, besides T. scolopax (KJ028669) (Fig. 4). The average paired difference of the 74 Tetraymena sequences used in the phylogenetic analyses was 12.99%. The L. trichoglossa sequence differs by 13.04% from the T. corlissi sequence (Table 4). Although the value is slightly above the average for the Tetrahymena species analyzed, this percentage is lower than the difference observed between T. corlissi and T. caudata (14.29%), T. paravorax (14%), and T. glochidiophila (16.39%), for example.

Table 1 

Morphological data on silver carbonate-impregnated specimens of Lambornella trichoglossa.

	x	M	SD	SE	CV	Min	Max	n
Body, lenght	269.75	269.43	26.72	4.88	9.906	226.65	327.91	30
Body, width in ventral view	73.105	73.295	16.05	2.93	21.96	47.44	107.77	30
Body lenght: Lateral width, ratio	3.82	3.906	0.81	0.14	21.19	2.606	5.36	30
Anterior body end to membranelle 1, distance	47.91	48.73	7.407	1.35	15.46	34.14	63.87	30
Oral opening, width	32.45	31.42	5.11	0.93	15.77	21.28	44.12	30
Anterior body end to macronucleus, distance	94.55	92.88	13.86	2.53	14.66	74.16	126.35	30
Macronucleus, length	49.72	43.96	11.48	2.09	23.08	36.92	77.75	30
Macronucleus, width	51.27	48.71	9.42	1.72	18.38	33.74	66.86	30
Macronucleus, number	1	1	0	0	0	1	1	30
Micronucleus, width	5.67	5.5	1.15	0.21	20.408	4	9.56	27
Micronucleus, number	1.03	1	0.19	0.035	18.68	1	2	27
Somatic kineties, total number	52.33	52.5	3.79	0.69	7.24	45	62	30
Somatic kineties, postoral number	6.1	6	0.84	0.15	13.85	5	8	30
Caudal cilia, number	1	1	0	0	0	1	1	30

Measurements in μm. x, arithmetic mean. M, median. SD, standard deviation. SE, standard error of arithmetic mean. CV, coefficient of variation (%). Min, minimum. Max, maximum. n, number of individuals investigated.

Table 2 

Statistical data on the difference in body length of L. trichoglossa 7 days after collection.

Number of measured specimens
1st day	20
7th day	20
Body length mean (μm)
1st day	205.66
7th day	148.255
Maximum length (μm)
1st day	222.79
7th day	164.84
Minimum length (μm)
1st day	190.18
7th day	132.43
Standart deviation
1st day	10.97027077
7th day	10.06698748
Variance
1st day	120.3468408
7th day	101.3442368
Shapiro-Wilk test (α = 0.05)
1st day	W: 0.9273
	p-value: 0.1371
7th day	W: 0.9556
	p-value: 0.4607
Student’s t-test
	t: 17.241
	p: 1.47.10-19
	Critical t-value (p = 0.05): 2.0244

Discussion

The similarity of the morphological parameters between the specimens analyzed in the present study and the data presented in the description of L. trichoglossa ensures the correct taxonomic identification of the organisms. It should be noted that the characterization performed by Foissner (2003) occurred a few days after collection, whereas in the present work, the morphological study techniques were performed a few hours after collection. The temporal analyses on body length performed in the present work demonstrated a decrease in the average size of the organisms over time (Fig. 2), which would justify the slightly higher average values compared to the type population.

Regarding the occurrence of specimens with a greater number of caudal cilia, polymorphic life cycles are a common characteristic of the genus Tetrahymena. Lynn and Doerder (2012) mentioned the occurrence of changes in size, body shape, organization, morphology, and cilia of the oral apparatus of Tetrahymena species, due to environmental changes. The aforementioned authors highlighted the great genotypic and phenotypic plasticity found in the clade.

Phylogenetic reconstructions performed with both markers demonstrate the internal position of L. trichoglossa in the genus Tetrahymena, corroborating analyses based on the SSU marker presented by Strüder-Kypke et al. (2001), Bourland and Strüder-Kypke (2010), and Dunthorn et al. (2012). Several authors demonstrated the division of the genus Tetrahymena into 2 strongly molecularly supported clades, Australis and Borealis (Chantangsi, 2007; Chantangsi & Lynn, 2008; Lynn et al., 2018; Nanney, 1998; Strüder-Kypke et al., 2001). This division was observed in the inferred reconstructions by the SSU marker, performed in the present study, demonstrating the inclusion of L. trichoglossa into the Borealis clade. Doerder (2018) states that this clade has greater molecular diversity and more species than the Australis clade, thus being an important source of diversity for the genus. Lambornella trichoglossa, included in this clade, is the greatest example of phenotypic diversification, given its morphological and ontogenetic particularities demonstrated by Foissner (2003).

The phylogenetic analyses inferred by the COI gene demonstrated the inclusion of L. trichoglossa in a clade called coxset A4 by Chantangsi and Lynn (2008). The species T. corlissi and T. bergeri, members of this clade, share the parasitic lifestyle and have particular morphological characteristics (Hoffman et al., 1975; Imai et al., 2000; Strüder-Kypke et al., 2001). Foissner (2003) performed infection tests with L. trichoglossa and different mosquito species, noting that the ciliate does not develop a parasitic association. However, congeners L. stegomyiae and L. clarki are parasites of culicid dipterans, demonstrating that this way of life is predominant in coxiset A4, corroborating Chantangsi and Lynn (2008). Probably, parasitism also represents the ancestral condition of this clade, since Strüder-Kypke et al. (2001) demonstrated that histophagy is a recurrent phenomenon in the evolution of Tetrahymena.

Table 3 

Pairwise distance between SSU sequences of Lambornella trichoglossa and Tetrahymena spp.

MN567691	L. trichoglossa
AJ810078	L. trichoglossa*	0.0029
JQ723973	Lambornella sp.**	0.0053	0.0047
U17356	T. corlissi	0.0059	0.0063	0.0077
AF364039	T. bergeri	0.0071	0.0092	0.0089	0.0046
EF070247	T. furgasoni	0.0130	0.0149	0.0149	0.0099	0.0092
AF364040	T. mobilis	0.0130	0.0151	0.0149	0.0104	0.0092	0.0006
KJ028502	T. colerunensis	0.0132	0.0139	0.0139	0.0087	0.0080	0.0051	0.0058
KJ028504	T. scolopax	0.0135	0.0156	0.0156	0.0094	0.0067	0.0135	0.0142	0.0125

Bold font: sequence obtained in the present study. * Sequence obtained from the type population (Dunthorn et al., 2012). ** Sequences obtained from samples collected in Jamaica (Dunthorn et al., 2012).

Table 4 

Pairwise distance between COI sequences of Lambornella trichoglossa and Tetrahymena spp.

MN477017	L. trichoglossa
EF070279	T. corlissi	0.1294
EF070270	T. bergeri	0.1450	0.0921
EF070291	T. malaccensis	0.1536	0.1187	0.1320
EF070268	T. asiatica	0.1557	0.1026	0.1113	0.1062
KY218158	T. alphathermophila	0.1713	0.1152	0.1403	0.1175	0.1281
EF070296	T. paravorax	0.1961	0.1400	0.1491	0.1413	0.1185	0.1407
KJ028669	T. scolopax	0.1982	0.1364	0.1376	0.1461	0.1184	0.1534	0.1491
EF070278	T. caudata	0.1857	0.1429	0.1492	0.1622	0.1331	0.1553	0.1735	0.1615
MF693881	T. glochidiophila	0.2187	0.1639	0.1867	0.1626	0.1631	0.1703	0.1500	0.1926	0.2051

Bold font: sequence obtained in the present study.

Traditionally recognized Tetrahymena species, described based on morphological or biochemical characteristics, and molecularly supported, may have high evolutionary difference values ​​when comparing COI sequences. For example, T. caudata differs by over 15% from T. corlissi, T. termophila, and T. glochidiophila. Some species described by Doerder (2018) based mainly on molecular diversity differ by values ​​close to 20%. Therefore, the 12.94% distance observed between the COI sequence of L. trichoglossa and T. corlissi does not represent a discrepancy concerning the molecular variability observed in Tetrahymena. 

According to Chantangsi and Lynn (2008), the mitochondrial COI gene is effective in elucidating Tetrahymena’s recent phylogeny, while the SSU marker is more suited to assessing the deep phylogeny of the genus. The maintenance of topology in the reconstructions performed with both markers demonstrates that L. trichoglossa, T. corlissi, and T. bergeri share a long evolutionary history, and the differentiation of the species belonging to the genus Lambornella could be recent within the phylogeny of Tetrahymena. The phylogenetic position of L. trichoglossa also demonstrated by the COI gene, reinforces the proposals for synonymization of the genera Lambornella and Tetrahymena. Although Lambornella’s description precedes that of Tetrahymena, the principle of stability is appropriate to maintain the name of the latter taxon. In any case, it is necessary to establish an extended diagnosis for Tetrahymena, so that the species involved in new combinations are covered.

Finally, the molecular analysis of L. trichoglossa based on the COI marker supports the proposal for synonymization of the genera Lambornella and Tetrahymena. This systematic readjustment also points to the great molecular, morphological, evolutionary and ecological complexity of the genus Tetrahymena, which represents one of the greatest examples of evolutionary adaptation among eukaryotic organisms.

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The genus Psephenops (Coleoptera: Dryopoidea: Psephenidae) in Mexico, with the description of a new species and notes on the species from Central America and the Antilles

Roberto Arce-Pérez, J. Antonio Gómez-Anaya y Rodolfo Novelo-Gutiérrez *

Instituto de Ecología, A. C., Red de Biodiversidad y Sistemática, Carretera Antigua a Coatepec 351, Col. El Haya, 91073 Xalapa, Veracruz, México

*Autor para correspondencia: rodolfo.novelo@inecol.mx (R. Novelo-Gutiérrez)

Recibido: 05 junio 2025; aceptado: 26 septiembre 2025

http://zoobank.org/urna:lsid:zoobank.org:pub:26FEE03A-EA2D-44A4-94AC-05857FA097E5

Resumen

El género neotropical Psephenops Grouvelle incluye actualmente 15 especies descritas, de las cuales 13 se distribuyen en México, América Central y las Antillas, más una de Argentina y otra de Perú. Se reporta por primera vez a la subfamilia Psepheninae con Psephenops oaxacanus sp. nov. para el estado de Oaxaca, México, elevando a 3 el número de especies conocidas para el país, 14 en México, América Central y las Antillas y 16 a nivel continental. Se proporciona un mapa de distribución y una clave ilustrada para las especies presentes en México.

Palabras clave: Psepheninae; Moneditas de agua; Oaxaca; México; Taxonomía

Abstract

The Neotropical genus Psephenops Grouvelle currently includes 15 described species, 13 of which are distributed in Mexico, Central America, and the Antilles, plus one from Argentina and another from Peru. The subfamily Psepheninae is reported for the first time with Psephenops oaxacanus sp. nov. from the state of Oaxaca, Mexico, increasing the number of known species in the country to 3, 14 in Mexico, Central America and the Antilles, and 16 at the continental level. A distribution map and an illustrated key for the species present in Mexico are provided.

Keywords: Psepheninae; Water pennies; Oaxaca; Mexico; Taxonomy

Introducción

El género neotropical Psephenops Grouvelle, 1898 (= Xexanchorinus) está representado por 15 especies descritas hasta la fecha: P. argentinensis Deléve, 1967 (Argentina); P. bifidus Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez, 2017 (Panamá); P. grouvellei Champion, 1913 (Guatemala); P. haitianus Darlington, 1936 (Haití); P. lupita Arce-Pérez, 2002 (México); P. maculicollis Darlington, 1936 (Costa Rica y Colombia); P. mexicanus Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez, 2000 (México); P. panamaensis Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez, 2015 (Panamá); P. prestonae Spangler 1990 (Costa Rica); P. robacki (Spangler), 1966 (Perú); P. shepardi Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez, 2013 (Belice); P. smithi Grouvelle, 1898 (Antillas menores); P. spiniparameri Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez, 2013 (Belice); P. triangularis Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez, 2017 (Panamá); y P. trini Barr y Shepard, 2024 (Antillas menores) (Arce-Pérez 2002; Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez, 2000, 2013, 2015, 2017; Bameul, 2001; Barr y Shepard, 2024; Deléve, 1967). En este trabajo se reporta por primera vez al género Psephenops para Oaxaca, México, con base en ejemplares recolectados en el municipio de Santiago Comaltepec y se describe e ilustra a Psephenops oaxacanus sp. nov. 

Materiales y métodos

Los ejemplares de la especie nueva se recolectaron mediante una red acuática con marco tipo D y se colocaron en frascos con etanol al 96%, en un tributario del río Soyolapam que corre por la selva alta perennifolia (fig. 3), en el poblado San Martín Soyolapam, municipio Santiago Comaltepec, en Oaxaca, México en febrero del 2016 (fig. 4). Los especímenes fueron identificados utilizando las descripciones y claves originales de Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez (2000, 2013, 2015, 2017). El examen morfológico se realizó utilizando un microscopio estereoscópico Nikon SMZ 745. Las imágenes y mediciones de estructuras específicas se obtuvieron mediante el uso de un microscopio estereoscópico Nikon SMZ25 acoplado al software Nikon NIS-Elements Imaging seguido de la preparación de imágenes con Photoshop CS5 (Adobe System Inc. San José, California). Las micrografías electrónicas se obtuvieron utilizando un microscopio electrónico de barrido Jeol JSM-5600LV. Las mediciones están en mm. El mapa de distribución geográfica se realizó con Simplemappr (Shorthouse, 2010).

Descripción

Con base en 6 machos y 6 hembras se describe Psephenops oaxacanus sp. nov., representando el primer registro de la subfamilia para el estado de Oaxaca, elevando a 3 el número de especies a nivel nacional, 14 en México, América Central y las Antillas y 16 a nivel continental. Se proporciona una lista anotada, claves dicotómicas y mapa de distribución para las especies presentes en México.

Familia Psephenidae Lacordaire, 1854

Subfamilia Psepheninae Lacordaire, 1854

Genero Psephenops Grouvelle, 1898

Psephenops oaxacanus Arce-Pérez, Gómez-Anaya y Novelo-Gutiérrez sp. nov. (figs. 1-6)

Diagnosis. Habitus (fig. 1): longitud total 3.2 mm; ancho humeral 1.4 mm. Cuerpo ovalado, deprimido; cabeza, pronoto y escutelo negro rojizo, élitros pardo rojizos, ventralmente pardo oscuros, al igual que patas, antenas y palpos. Dorsalmente cubierto completamente por vestidura de sedas diminutas de color amarillo con reflejos dorados, además cabeza y pronoto con sedas más largas y gruesas de color rojizo oscuro; pronoto con cresta levantada en el tercio distal, antenas moniliformes cortas que no rebasan región distal del pronoto. Ventralmente la vestidura presenta sedas diminutas blanquecinas amarillentas con reflejos dorados. Tarsos con los lóbulos de los tarsómeros 1 y 2 cortos, con vestidura ventral amarilla (fig. 1a, b). Se distingue de las otras especies mexicanas del género por la combinación de los caracteres de la tabla 1.

Holotipo macho. Dorsalmente (fig. 1a): cabeza corta, más ancha que larga; clípeo subrectangular, en declive menor a 90 grados desde plano frontal, margen distal ampliamente emarginado; vértex con surco longitudinal medio; superficie fronto-clipeal y vértex micropunteado, con sedas diminutas de color amarillo y sedas más largas y gruesas de color rojo oscuro. Antenas cortas, moniliformes, de 11 antenómeros, sin alcanzar margen posterior del pronoto; escapo más largo y robusto; pedicelo subgloboso, mitad de largo que escapo, ambos ligeramente más claros que antenómeros del flagelo; flagelo de 8 antenómeros, subtriangulares anchos, antenómero apical acuminado. Ojos laterales, redondeados, muy prominentes, de color rojo oscuro, con zona postocular amarilla y sedas largas amarillentas. Labro subrectangular similar al clípeo, pero más corto, ampliamente emarginado. Palpos maxilares de 4 artejos, cubiertos con sedas cortas, palpómero basal más pequeño y redondo, palpómero apical más grande, acuminado y con área apical sensorial amplia, longitud de los palpómeros: 0.04, 0.08, 0.06 y 0.14 mm. Palpos labiales muy cortos, de 3 artejos, palpómeros 1-2 redondeados y anchos, 3 subcónico, con ápice redondeado y ligeramente más pequeño que anteriores. Ventralmente (fig. 1b): negra rojiza, partes bucales pardo oscuro. Tórax: pronoto subtrapezoidal, casi tan ancho como base de élitros, 0.75 mm de largo por 1.2 mm de ancho basal; margen anterior arqueado, margen posterior bisinuado; márgenes laterales casi rectos a lo largo de mitad anterior y expandido lateralmente en mitad posterior. Disco pronotal con una cresta longitudinal bien desarrollada en tercio distal y ligera depresión ovalada a cada lado de ésta, además de otra depresión en margen laterodistal (fig. 1a); superficie pronotal diminutamente punteada, cubierta por vestidura de sedas diminutas amarillas con reflejos dorados y sedas largas de color rojo oscuro. Escutelo corto, más ancho en la base que largo, ápice redondeado. Élitros largos, exponiendo solo último esternito abdominal (pigidio), con márgenes laterales paralelos en los 0.75 basales, luego convergiendo gradualmente hacia atrás, con ancho humeral de 1.4 mm y cubiertos por una vestidura de sedas diminutas amarillas con reflejos dorados. Prosternón estrecho, con proceso postcoxal largo y lanceolado, 0.50 mm de largo por 0.13 mm de ancho en región lanceolada, levantado en toda su longitud y carenado en mitad distal, alcanzando mitad anterior del mesoventrito. Mesoventrito corto, con surco amplio para recepción del proceso postcoxal. Metaventrito grande y voluminoso, con un discrimen evidente que se observa como surco. Patas con coxas anteriores y medias cortas globosas, posteriores planas y transversas; fémures robustos; tibias largas y delgadas, ligeramente más anchas en ápice; protibia con pequeño dentículo apicolateral; metatibias más largas que metafémures; tarsómeros 1 y 2 ventralmente lobulados, con vestidura gruesa parecida a esponja; lóbulo ventral del tarsómero 1 se extiende distalmente sobre 0.30 basales del tarsómero 2; tarsómero 2 el más largo, casi 2 veces más largo que el 1, extendiéndose distalmente y cubriendo completamente a tarsómeros 3, 4 y poco más de 0.50 basales del 5; longitud de tarsómeros: 0.53, 0.94, 0.19, 0.17 y 0.54 mm (sumergidos en alcohol); garras apicales largas, curvas y delgadas, cada una con pequeño diente basal. Abdomenconvestidura corta, fina y densa, blanquecino amarillenta, con reflejos dorados; ventrito VI poco visible, oculto debajo de ventrito V; ventritos I y II anchos, con márgenes anterior y posterior sinuados; ventritos III y IV estrechos, con margen posterior ligeramente arqueado; ventrito V con margen posterior ampliamente arqueado; ventrito VI poco visible, corto, subtriangular, con margen posterior ampliamente arqueado; ventrito VII o placa anal, subtriangular, cubierta de sedas largas y amarillentas; último tergito abdominal o pigidio subtriangular, cubierto de sedas largas rojizo oscuras. Genitales en vista ventral subrectangulares, anchos, longitud de 0.55 mm de falobase al ápice del lóbulo medio, ancho de 0.25 mm entre parámeros y la falobase; lóbulo medio digitiforme con ápice en punta, longitud 0.29 mm, con esclerito medio esbelto, de 0.25 mm de largo, triangular en base, esbelto y claviforme hacia ápice (fig. 2a). En vista dorsal parámeros grandes y robustos de 0.37 mm, con ¼ apical subtriangular y delgada membrana lateral; falobase reducida, 0.18 mm y cóncava (fig. 2b). En vista ventrolateral falobase convexa, parámeros curvados y esclerito del lóbulo medio largo y agudo (fig. 2d). En vista frontal membrana de lóbulo medio fuertemente esclerotizada y escamosa formando cubierta dura (fig. 2c). 

Variación en machos. Escasa, excepto por la longitud corporal (n = 5) de 3 a 3.5 mm por 1.2 a 1.5 mm de ancho humeral. La cresta pronotal se puede prolongar como ligera banda longitudinal semidesnuda hacia la región anterior; los élitros pueden estar ligeramente oscurecidos en la región posterior.

Hembra. Más grande y robusta que el macho, longitud 3.6 mm por 1.8 de anchura humeral (fig. 1c, d). Cabeza con ojos muy protuberantes y amplia zona postocular amarilla, cubierta por sedas largas rojizo oscuro; pronoto subtrapezoidal ancho y expandido posteriormente, con 0.90 mm de largo, por 1.7 mm de ancho distal (fig. 1c); proceso postcoxal muy ancho y lanceolado, 0.60 mm de largo por 0.22 mm de ancho en región lanceolada; mesoventrito ampliamente acanalado para recepción del proceso postcoxal; ventritos II y III con corta hendidura transversal a cada lado de línea media (fig. 1d); las patas son más claras, coxas, trocánteres y fémures mayormente rojizo amarillentos, ápice de fémures oscuros, tibias rojizas en margen interno y oscuras en el externo; tarsos totalmente amarillos con uñas y ápice del tarsómero apical oscuros; tarsómeros subcónicos, sin lóbulos ventrales, primeros 4 cortos y subcónicos, 5 esbelto, tan largo como primeros 4 combinados. Genitales con ovipositor ligeramente esclerotizado, hialino, longitud 0.40 mm; valvífera con 2 laterotergitos ligeramente esclerotizados, longitud 0.16 mm; gonocoxitos longitud 0.21 mm, juntos forman placa ancha y plana sin sedas ni puntos aparentes; estilos oblongos, longitud 0.03 mm (fig. 2e).

Variación en hembras. No se observa mucha variación en coloración y vestidura, únicamente algunas con élitros un poco más oscuros; también varían en la longitud corporal (n = 5) de 3.2 a 3.9 mm por 1.5 a 1.9 mm de ancho humeral. 

Tabla 1

Caracteres diferenciales de las especies de Psephenops Grouvelle en México, América Central y las Antillas.

Psephenops spp/estructuras

smithi guadeloupensi

grouvellei

haitianus

maculicollis

prestone

mexicanus

lupita

spiniparameri

shepardi

panamaensis

bifidus

triangularis

oaxacanus

Longitud total (mm)

2.51

3.4

2.5

2.5

2.46

3.3

3.8

2.75

2.65

2.4

2.95

2.5

3.2

Tubérculos pronotales

0

3

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

Superficie elitral

con estrías

con bordes longitudi- nales

estriado

estriado

liso

liso

liso

liso

liso

liso

liso

liso

liso

Tipo de antenas

monili- formes

monili- formes?

filifor- mes?

monili- formes?

?

monili- formes

filifor- mes

monili- formes

monili- formes

monili- formes

monili- formes

monili- formes

monili- formes

Longitud antenal*

largas

largas

largas

cortas

cortas

cortas

largas

cortas

largas

largas

cortas

cortas

cortas

Proceso prosternal

subcilin- drico no bifido?

?

?

?

lanceo- lado no bífido

lanceo- lado no bífido

lanceo- lado no bífido

lanceo- lado no bífido

lanceo- lado no bífido

lanceo- lado no bífido

lanceo- lado y bífido

lanceo- lado no bífido

lanceo- lado no bífido

Protibias

?

?

?

?

sin diente- cillo

con diente- cillo

con diente- cillo

con diente- cillo

con diente- cillo

con diente- cillo

con diente- cillo

con diente- cillo

con diente- cillo

Patas con lóbulos en los tarsómeros

1 y 2 de todas las patas

1 y 2 de todas las patas

1 y 2 en frontales y medias, 1 posteriores

1 y 2 de todas las patas

1 a 3 de todas las patas

1 y 2 de todas las patas

1 y 2 de todas las patas

1 y 2 de todas las patas

1 y 2 de todas las patas

1 y 2 de todas las patas

1 y 2 de todas las patas

1 y 2 de todas las patas

1 y 2 de todas las patas

Longitud de lóbulos tarsales**

largos

cortos?

?

largos?

largos

largos

cortos

largos

cortos

largos

largos

largos

cortos

Ápice de parameros

truncados

?

?

no truncado,

no truncado

no truncado

truncado

no truncado, divergente

no truncado,

truncado

no truncado

no truncado

no truncado

Parameros con dientecillo

ausente

ausente

ausente

ausente

ausente

ausente

ausente

ausente

presente

ausente

presente

presente

ausente

mitad basal de los parameros

fusionados

?

?

fusionados

fusionados

con una profunda hendidura

fusionados

con una profunda hendidura

fusionados

fusionados

con una profunda hendidura

fusionados

fusionados con ligera hendidura

Pene con proyección lateral

ausentes

?

?

ausentes

ausentes

pequeños dentículos

ausentes

ausentes

ausentes

ausentes

ausentes

proyección subtrian- gular

ausentes

Forma del esclerito del pene

?

?

?

?

?

lanceolado

digiti- forme

subtrian- gular esbelto

subtrian- gular, ápice bífido

subtrian- gular ancho

recto, ancho en la base

como un reloj de arena

esbelto lanceolado

Distribución

Antillas

Guatemala

Haití

Costa Rica, Colombia

Costa rica

México

México

Belice

Belice

Panamá

Panamá

Panamá

México

*Cortas = Cuando está completamente extendido hacia atrás, no alcanza el margen posterior del pronoto; Largas = que alcanza o sobrepasa el margen posterior del pronoto. ** Corto = Cuando el lóbulo del tarsómero 2 cubre ventralmente toda la longitud del tarsómero 3-4 y la mitad basal o menos del tarsómero 5; Largo = el menor pero que alcanza al menos 80% de la longitud del 5.

Resumen taxonómico

Material tipo. Holotipo macho. México: localidad tipo, estado de Oaxaca, Municipio Santiago Comaltepec, San Martín Soyolapam, río Soyolapam, 136 m snm (17°41’58” N, -96°16’59” O), 5.II.2016. Cols. J.A. Gómez et R. Novelo [escrito a máquina, etiqueta blanca], “Holotype ♂/ Psephenops oaxacanus nov. sp. / Arce-Pérez, Gómez-Anaya & Novelo-Gutiérrez 2025” [escrito a máquina, etiqueta roja], Paratipos: 5 ♂, 6 ♀ mismos datos del holotipo [escrito a máquina, etiqueta amarilla] (IEXA).

Etimología. Esta especie recibe el nombre oaxacanus por ser la primera especie de la subfamilia Psepheninae y del género Psephenops para el estado de Oaxaca, México. 

El holotipo y paratipos se encuentran depositados en la Colección Entomológica del Instituto de Ecología, A.C., Xalapa, México (IEXA), con el número de catálogo IEXA-2025-IM20. 

Comentarios taxonómicos

Se considera más estrechamente relacionada con P. mexicanus por presentar ambas el mismo tipo de antenas cortas y moniliformes, parámeros en vista dorsal subtriangulares, separados por un profundo surco y fusionados en su base (figs. 2a, 6c), además por el tamaño corporal de 3 a 3.5 mm. Con base en la literatura disponible, la nueva especie puede distinguirse de las de México, América Central y las Antillas por las características anotadas en la tabla 1.

Hábitat. El río Soyolapam se localiza en la localidad del mismo nombre en la sierra de Juárez, Oaxaca, en la subcuenca del río Valle Nacional (fig. 4), el tipo de vegetación es selva alta perennifolia a una altitud de 136 m snm. El río presenta en su cauce cantos y rocas emergentes cubiertas parcialmente por algas y vegetación abundante en sus márgenes, los cuales en algunas partes son playones arenosos (fig. 3).

Hasta el momento, esta especie solo está presente en Oaxaca, al sur de México, en el río Soyolapan, a 136 m snm (fig. 4). La localidad tipo se encuentra en la parte norte del estado, en la provincia sierra Madre del Sur, en la subprovincia de los Altos de Oaxaca. Esta especie se recolectó sintópicamente con ejemplares de los géneros Cylloepus y Macrelmis de la familia Elmidae. 

Lista actualizada de las especies de Psephenops Grouvelle en México.

Psephenops lupita (Arce-Pérez)

Psephenops lupita (Arce-Pérez, 2002: 964)

Registros publicados. México: Veracruz: Municipio Coatepec, Poblado Coatepec, río Huehueyapan (Sección La Marina), 19º26’55” N, 96º58’52” O, 1, 200 m, bosque mesófilo de montaña (fig. 4); municipio Xico, Poblado Xico Viejo, río Malseseca, 19º26’44.89” N, 97º03’22.22” O, 1,800 m, bosque mesófilo de montaña (fig. 4).

Psephenops mexicanus (Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez)

Psephenops mexicanus (Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez, 2000: 196)

Registros publicados. México: Veracruz: Municipio Coatepec, Poblado Coatepec, río Huehueyapan (Sección La Marina), 19º26’55” N, 96º58’52” O, 1,200 m, bosque mesófilo de montaña (fig. 4); municipio Xico, Poblado Xico Viejo, río Malseseca, 19º26’44.89” N, 97º03’22.22” O, 1,800 m, bosque mesófilo de montaña (fig. 4).

Clave para la identificación de las especies mexicanas de Psephenops Grouvelle (modificada de Arce-Pérez y Novelo-Gutiérrez, 2013, 2017)

1 Antenas filiformes, largas, tocando base de pronoto; parámeros en vista dorsal anchos, subcuadrados y fusionados en base en ligera hendidura en forma de gota (fig. 6a), en vista ventral lóbulo medio y esclerito interno digitiformes (fig. 6b); lóbulos tarsales cortos, sin alcanzar más de 0.5 basales del tarsómero 5 (fig. 5a); longitud total 3.75 – 3.85 mm P. lupita 

1’ Antenas cortas, moniliformes, no tocan base del pronoto; parámeros en vista dorsal subtriangulares, separados por hendidura que va de ligera a profunda (figs. 2a, 6c); en vista ventral lóbulo medio y esclerito interno no digitiformes; lóbulos tarsales cortos o largos (figs. 5a, b) 2 

2 (1’) Lóbulos tarsales largos, cubriendo 0.8 basales del tarsómero 5 (fig. 5b); parámeros en vista dorsal con profunda hendidura longitudinal media (fig. 6c); en vista ventral lóbulo medio subtriangular, con dientecillo a cada lado; esclerito interno del lóbulo medio lanceolado (fig. 6d); longitud 3.15 – 3.55 mm P. mexicanus 

2’ Lóbulos tarsales cortos, sin alcanzar más de 0.5 basales del tarsómero 5 (fig. 5a); parámeros en vista dorsal separados por profunda hendidura ancha en forma de lanza invertida y continuada por ligera hendidura que no los separa (fig. 2a); en vista ventral lóbulo medio digitiforme sin dientecillos laterales, terminando en punta ancha, con esclerito interno esbelto, claviforme hacia el ápice, en vista lateral agudo (figs. 2b-d); longitud 3.0 – 3.5 mm P. oaxacanus sp. nov.

Agradecimientos

A Emmanuel Arriaga Varela (INECOL) y a un revisor anónimo por sus atinadas correcciones y sugerencias que mejoraron el manuscrito final.

Referencias

Arce-Pérez, R. (2002). A new species of Psephenops Grouvelle (Coleoptera: Psephenidae) from Mexico. Proceedings of the Entomological Society of Washington, 104, 964–967.

Arce-Pérez, R. y Novelo-Gutiérrez, R. (2000). First record of the genus Psephenops (Coleoptera: Psephenidae) from Mexico, with a description of a new species. Entomological News, 111, 196–200.

Arce-Pérez, R. y Novelo-Gutiérrez, R. (2013). Two new species of Psephenops Grouvelle from Belize (Coleoptera: Byrrhoidea: Psephenidae), with a key to the known species from Mexico and Central America. Zootaxa, 3670, 63–70. http://dx.doi.org/10.11646/zootaxa.3670.1.5

Arce-Pérez, R. y Novelo-Gutiérrez, R. (2017). Two new species of Psephenops Grouvelle (Coleoptera: Byrrhoidea: Psephenidae) from Panama. Zootaxa, 4323, 109–118. https://doi.org/10.11646/zootaxa.4323.1.8

Arce-Pérez, R., Novelo-Gutiérrez, R. y Cornejo, A. (2015). Psephenops panamaensis sp. nov. (Coleoptera: Byrrhoidea: Psephenidae) from Panamá. Zootaxa, 4052, 233–236. https://doi.org/10.11646/zootaxa.4052.2.8 

Bameul, F. (2001). Un nouveau Psephenops Grouvelle de la Guadeloupe, avec la description de sa larve (Coleoptera, Psephenidae). Nouvelle Revue d’Entomologie, 18, 161–172.

Barr, C. B. y Shepard, W. D. (2024). A taxonomic review of the genus Psephenops Grouvelle of the Lesser Antilles with description of new species Psephenops trini, and reassignment of Peruvian species Psephenus robacki Spangler (Coleoptera: Psephenidae: Psepheninae). Insecta Mundi, 1045, 1–22. https://doi.org/10.5281/zenodo.11450152 

Deléve, J. (1967). Contribution á l’ étude des Dryopoidea (Coleoptera). XIX. Notes diverses et descriptions d’ spéces nouvelles. Bulletin et Annales de la Société Entomologique de Belgique, 103, 414–446.

Algae diversity and new records of Xanthophyceae and Eustigmatophyceae (Heterokontophyta) in the central region of Mexico

Alejandra Mireles-Vázquez ^{a, b,} * y Eberto Novelo ^b

^a Universidad Nacional Autónoma de México, Posgrado en Ciencias del Mar y Limnología, Av. Universidad 3000, Ciudad Universitaria, Coyoacán, 04510 Ciudad de México, México

^b Universidad Nacional Autónoma de México, Facultad de Ciencias, Departamento de Biología Comparada, Laboratorio Algas Continentales, Ecología y Taxonomía, Circuito Exterior s/n, Ciudad Universitaria, Coyoacán, 04510 Ciudad de México, México

*Autor para correspondencia: alemirelesv@ciencias.unam.mx (A. Mireles-Vázquez)

Recibido: 24 marzo 2025; aceptado: 25 agosto 2025

Resumen 

Heterokontophyta incluye una gran variedad de algas con distintos niveles de organización, ambientes, presencia de pigmentos e incluso líneas evolutivas. En México se han registrado 72 especies de aguas continentales que pertenecen a las clases Xanthophyceae y Eustigmatophyceae desde distintos enfoques: florístico, ecológico, limnológico, morfométrico, químico y filogenético. Con el objetivo de conocer la diversidad de algas doradas en el centro de México y actualizar los registros en bases de datos especializadas nacionales, se recolectó material en 8 cuerpos de agua de la región central; en cada sitio se filtraron 10 L con una red de fitoplancton. De algunas muestras se desarrollaron cultivos que permitieron obtener imágenes en microscopio electrónico de barrido. Se realizó un análisis de similitud con el índice de Jaccard y un agrupamiento de los sitios usando variables ambientales. Se identificaron y caracterizaron 18 especies de algas de las clases Xanthophyceae (10) y Eustigmatophyceae (8), 6 de ellas son nuevos registros para el país. Los análisis muestran una caracterización de los sitios y una distribución de las especies muy particular, pues los valores de similitud son de 0.125 a 0.33. Con estos resultados actualizamos el panorama de las algas doradas en la región central de México.

Palabras clave: Algas continentales; Florística; Heterokontophyta

Abstract

Heterokontophyta includes a wide variety of algae with different levels of organization, environments, presence of pigments and even evolutionary lines. In Mexico, 72 species of inland waters belonging to the classes Xanthophyceae and Eustigmatophyceae have been recorded from different approaches: floristic, ecological, limnological, morphometric, chemical and phylogenetic. To understand the diversity of golden algae in the central region of Mexico and update the records in specialized national databases, material was collected in eight bodies of water in the central region, at each site 10 L were filtered with a phytoplankton net. Cultures were developed from some samples that allowed obtaining images with a scanning electron microscope. A similarity analysis was performed with the Jaccard index and a grouping of the sites using environmental variables. Eighteen species of algae from the classes Xanthophyceae (10) and Eustigmatophyceae (8) were identified and characterized, 6 of which are new records for the country. The analyses show a very particular characterization of the sites and distribution of the species, since the similarity values are from 0.125 to 0.33. With these results we update the panorama of golden algae in the central region and their distribution.

Keywords: Continental algae; Floristic; Heterokontophyta

Introducción

La división Heterokontophyta está constituida por algas con una gran heterogeneidad de niveles de organización, ambientes, distribución geográfica, pigmentos principales y accesorios, ultraestructura celular y líneas evolutivas. Dos de las clases de esta división son representantes muy similares: Xanthophyceae y Eustigmatophyceae (Yang et al., 2012), que por más de 100 años estuvieron clasificadas en un solo grupo, Heterokontae (Rybalka, 2015).

En México se han registrado 72 especies continentales de Xanthophyceae y Eustigmatophyceae. Estos taxones están distribuidos en 19 entidades federativas de México registradas en 45 publicaciones, 17 corresponden a tesis (8 de licenciatura, 7 de maestría y 2 de doctorado), 18 en revistas periódicas y 10 son capítulos o libros (fig. 1). Las fuentes consultadas describen generalmente 1 o 2 especies con algún enfoque: 1a) listado florístico (Alcocer y Escobar, 1992; Cameron, 1960; Esqueda-Lara et al., 2016; Figueroa, 2009; Figueroa et al., 2015; Garduño-Solórzano et al., 2009; Godínez-Ortega et al., 2001; Hernández-Morales et al., 2011; López-Adrián y Barrientos-Medina, 2005; López-Adrián y Catzim, 2010; Mendoza-González, 1985; Mendoza-González et al., 1985; Montejano-Zurita et al., 2000, 2004; Moreno-Ruiz, 2005; Moreno-Ruiz et al., 2008; Novelo et al., 2023; Núñez-Márquez y Reyes González, 1995; Ortega-Murillo et al., 2014; Quiroz-Castelán et al., 2007; Vázquez y Blanco-Pérez, 2011); 1b) listado con ilustraciones o datos relacionados a otras especies (Aguirre-Cavazos et al., 2018; Carmona-Jiménez et al., 2016; Godínez-Ortega et al., 2017; Hernández-Morales et al., 2008; Moreno-Ruiz, 1985; Novelo et al., 2009; Ortega, 1984; Valadez-Cruz, 1998); 1c) con descripciones y datos de las especies (Adrián-Serrano, 2014; Agredano, 2019; Amateco-Rivero, 2011; Carmona-Jiménez, 1990; Flechtner et al., 1998; Flores-Granados, 1980; García-Rodríguez y Tavera, 1998; García-Rodríguez, 2004; González-Barrera, 1991; Martínez, 2016; Mireles, 2019; Moreno y Palacios, 1987; Novelo, 1998, 2014; Ochoa, 2023; Osorio y López, 2005; Pedraza, 2020; Ponce et al., 2019; Rodríguez-Flores, 2014; Sámano-Bishop, 1934; Valadez-Cruz et al., 1996; Zariñana-Leguízamo, 1997); 2) ecológico (Alvarado-Villanueva, 2003; Bojorge et al., 2010; Cantoral et al., 1999; Carmona-Jiménez y Montejano-Zurita, 1993; Carmona-Jiménez et al., 2022; Flórez, 2011; Jiménez, 2010; López-Adrián et al., 2017; Mora-Navarro, 2004; Mora-Navarro et al., 2004, 2006; Rodríguez-Flores y Carmona, 2018; Tavera y Díez, 2009; Valadez-Cruz et al., 2015); 3) limnológicos (Banderas-Tarabay, 1994, 1997; Ramírez, 2010; Sánchez-Gómez y Lara-Villa, 1986; Schmitter-Soto et al., 2002); 4) morfométrico (Chávez et al., 2005); 5) químico (Favari et al., 2002; Pérez-Gutiérrez et al., 2008); 6) filogenia molecular (Bonilla-Rodríguez et al., 2013).

La caracterización morfológica de las clases Xanthophyceae (Allorge ex F.E. Fritsch, 1935) y Eustigmatophyceae (D.J. Hibberd et Leedale, 1971) es complicada por varias causas: las poblaciones son pequeñas en las algas microscópicas y las macroscópicas, con frecuencia, no forman estructuras reproductoras. Las células de las algas microscópicas son generalmente pequeñas (menores de 15 micrómetros) y no se observan fácilmente en aumentos bajos. Hay muchas similitudes morfológicas con géneros de Chrysophyceae y Chlorophyceae, y además frecuentemente son confundidas entre ellas. 

Analizar y trabajar los cuerpos de agua con énfasis en algas doradas es un desafío, sin embargo, dará información necesaria para avanzar en el conocimiento de la distribución geográfica y ambiental en la que viven estas algas. La agrupación (clustering) como herramienta de clasificación de los sitios de muestreo, permite identificar conjuntos de datos similares, las propiedades que se atribuyen (datos ambientales) se analizan y a mayor diferencia entre ellos, más alejados se muestran en un dendrograma (Rodríguez et al., 2019). El índice de Jaccard ha sido una medida fundamental en estudios de diversidad como éste, pues evalúa la coincidencia de un conjunto de datos (distribución de especies) y revela valores de menor o mayor similitud (Jaccard, 1901), es muy común en la comparación de diversidad de especies entre sitios o ecosistemas (Magurran, 2004). El objetivo de este trabajo es documentar la diversidad de algas doradas en la región central de México, su distribución a través de la similitud de presencia y ausencia en los ambientes sitios y actualizar las bases de datos especializadas nacionales. 

Materiales y métodos

Los cuerpos de agua muestreados en este trabajo corresponden a sitios con registros previos de especies de estas clases (Cantera Oriente, canal El Bordo, lago Huetzalín, presa Ignacio Ramírez) y otras localidades que se agregaron como posibles ambientes en donde podríamos encontrar las especies de interés (presa Requena, lagos Coatetelco, El Rodeo y Atlangatepec). En total, se muestrearon 8 lagos en la región central de México contemplando la Ciudad de México, Estado de México, Hidalgo, Morelos y Tlaxcala (fig. 2, tabla 1).

Tabla 1

Información sobre las localidades y fechas de colecta.

Estado/ municipio	Cuerpo de agua	Número de localidad	Fecha de colecta	Muestra de herbario
Ciudad de México Xochimilco	Huetzalín	1	13 de octubre de 2021	FCME_CM971
Coyoacán	Mexcalpique	2	19 de octubre de 2021	FCME_CM972-FCME_CM973
Xochimilco	Canal El Bordo	3	26 de octubre de 2021	FCME_CM974-FCME_CM977
Estado de México Mayorazgo	Presa Ignacio Ramírez	4	16 de marzo de 2022	FCME_EDM64-FCME_EDM65
Hidalgo Entre Tepeji del Río de Ocampo y Tula de Allende	Presa Requena	5	20 de marzo de 2023	FCME_HGO090-FCME_HGO091
Morelos Jojutla	Coatetelco	6	26 de mayo de 2023	FCME_MOR002
Miacatlán	El Rodeo	7	26 de mayo de 2023	FCME_MOR003
Tlaxcala Atlangatepec	Atlangatepec	8	23 de junio de 2023	FCME_TLX001-FCME_TLX002

Localidad 1: lago Huetzalín pertenece al Parque Ecológico Xochimilco (PEX), una zona de recuperación ubicada en Xochimilco con una superficie de 1.9 km² (Tavera et al., 2018). Localidad 2: la Cantera Oriente (CO) área rodeada por una pared de basalto (con una altura de hasta 40 m) que alberga varios cuerpos de agua con una superficie total de 11,906.45 m² (Lot, 2007), perteneciente a la Reserva Ecológica del Pedregal de San Ángel. Localidad 3: el canal El Bordo es uno de los componentes de la zona chinampera de Xochimilco establecida como área natural protegida desde 1992, inscrita en la lista de humedales de importancia internacional por la Convención Internacional sobre Humedales Ramsar en 2004 (Figueroa et al., 2015). Localidad 4: presa Ignacio Ramírez (municipio Mayorazgo, Estado de México) es el acuífero más importante de la zona pues cuenta con disponibilidad de agua subterránea. Localidad 5: presa Requena (Hidalgo) es indispensable para la regulación de los escurrimientos del río Tula (Ríos, 2009), además de que está contemplada en el programa de ordenamiento ecológico local del municipio de Tepeji del Río de Ocampo desde 2004 (Valdez, 2012). Localidad 6: lago Coatetelco recibe aportes de arroyos del municipio Miacatlán, es un espacio de gran importancia social y económica (Macedonio, 2024). Los lagos Coatetelco y El Rodeo (localidad 7) representan los principales recursos hídricos del estado de Morelos. Ambos están dentro del programa de ordenamiento ecológico con el objetivo de restaurar las funciones ecológicas del sitio y disminuir acciones antropogénicas (Conabio, 2020). Localidad 8: lago Atlangatepec, representa un recurso relevante dentro de su territorio, en Tlaxcala, pues es el más grande y es alimentado por el río Zahuapan, el cual representa un riesgo por la contaminación que presenta por la descarga de material urbano e industrial (López-Segovia et al., 2024). 

En cada sitio se filtraron 10 L de agua con una red de fitoplancton (10 µm), este material se concentró en 250 mL y una alícuota de 20 mL se guardó como muestra de herbario y en otro frasco de 200 mL como material de cultivo y observación. El frasco de cultivo se mantuvo en hielo hasta llegar al laboratorio y observar el material vivo. El frasco que se incorporó a las muestras de herbario (FCME) se preservó usando formaldehído al 2.5%. Se tomaron datos de las variables fisicoquímicas: radiación fotosintéticamente activa (PAR, sensores HOBO Penclant Couple ^MR), temperatura, pH, conductividad, oxígeno disuelto y clorofila a con una sonda multiparamétrica (Hydrolab DS 5 ^MR).

El cultivo de las especies se realizó en 2 medios de cultivo líquido: bold basal y bristol. El material filtrado se revisó y al identificar especies de interés se continuó con el aislamiento de ejemplares usando un capilar y material de succión. Los cultivos se ubicaron en condiciones de luz y oscuridad (16:8), con un promedio de 3,150 luxes y un intervalo de temperatura de 17-32 °C. Una parte del material de cultivo se procesó para fotografiarlo con microscopía electrónica de barrido. El procedimiento que se realizó usando glutaraldehído fue siguiendo a Takano y Hiroguchi (2005) para su observación. Los equipos utilizados fueron: Jeol JSM-5310LV y Hitachi SU1510. 

Se realizaron preparaciones semipermanentes usando el material fijado (2.5%) y gelatina glicerinada (González-González y Novelo, 1986). La observación del material se realizó en un microscopio con contraste interdiferencial (Nikon 80i), para confirmar algunos caracteres morfológicos. Las fotografías se tomaron con una cámara Jenoptik adecuada al microscopio. Las fotografías y láminas se editaron para mejorar el contraste con el programa Photoshop (Adobe Photoshop [versión 26.8.1, 2025]).

En la identificación de las especies, las principales fuentes de consulta fueron: Bourrelly (1952, 1981), Ettl (1978), Ettl y Gärtner (1995); John et al. (2002), Pascher et al. (1925) y Starmach (1968). Y de manera particular se usaron: Bicudo et al. (2006: Characiopsis anabaenae, Chloridella cystiformis, Goniochloris mutica, Isthmochloron lobulatum, Pseudopolyedriopsis skujae, Tribonema minus); Hollerbach (1962: Pseudopolydriopsis skujae); Islam e Irfanullah (2001: Tetraplektron torsum); Krienitz et al. (1993: Pseudogoniochloris tripus); Krienitz et al. (2000: Nannochloropsis limnetica); Novelo et al. (2009: Botrydiopsis arhiza y Chloridella cystiformis).

Los datos de distribución geográfica y ambiental se obtuvieron de bdLACET (Novelo y Tavera, 2025), AlgaeBase (Guiry y Guiry 2025) y GBIF (Global Biodiversity Information Facility, 2025). El análisis de similitud con el índice de Jaccard se realizó con el programa PAST versión 4.17 (Hammer et al., 2001), construyendo una matriz de presencia y ausencia de las especies en los 8 sitios (con los parámetros establecidos en el programa). El análisis de agrupamiento (con distancia euclidiana, con el algoritmo UPGMA) se realizó utilizando los datos ambientales medidos en cada sitio de muestreo: temperatura (°C), pH, conductividad (µS), oxígeno disuelto (mg/L) y concentración de clorofila a (µg/L) (se realizó con los parámetros establecidos en el programa), los datos se transformaron con logaritmo base 10. 

Resultados

Los datos de variables ambientales obtenidos en campo de los 8 lagos se presentan en la tabla 2, así como también la distribución de las especies por sitio y registro previos en México. El análisis de similitud con el índice de Jaccard se muestra en la tabla 3. Los valores obtenidos nos indican valores bajos de similitud en relación con las especies distribuidas en los sitios. Los valores obtenidos están en un intervalo de 0 a 0.33. 

El agrupamiento de los sitios se representa en la figura 3. Los grupos que se formaron en el análisis son 3. El primer grupo (con los sitios más cercanos) es el que se representa con los números 2, 4 y 8, que corresponden a los sitios Mexcalpique (2), presa Ignacio Ramírez (4) y Atlangatepec (8); el siguiente grupo, con los sitios 1 (Huetzalín) y 7 (El Rodeo), y el último grupo con los sitios 5 (presa Requena), 6 (Coatetelco) y 3 (Bordo). En las muestras se identificaron en total 18 especies en la región central de México y corresponden a las 2 clases, de acuerdo con bases de datos actualizadas (bdLACET y AlgaeBase), 10 de ellas se clasifican en la clase Xanthophyceae y 8 en la clase Eustigmatophyceae. 

Xanthophyceae P. Allorge ex F.E. Fritsch

Rhizochloridales Pascher

Stipitococcaceae Ettl

Stipitococcus W. et G. S. West

Stipitococcus capensis Prescott, 1937 (fig. 4) 

Células solitarias, lorica con forma elipsoidal-ovoide ligeramente alargada, en la base presenta un pedúnculo corto que se adhiere a otras algas (encontradas sobre células de Stephanocyclus meneghinianus). Célula elipsoidal con un plastidio lobulado. Las células miden 7.8-9.7 µm de largo y 4.0-6.3 µm de ancho, con un pedúnculo corto de hasta 2.0 µm.

Distribución en México: Oaxaca, Ciudad de México (Xochimilco). Mundial: España, EUA e India. 

Ambientes: estanques, lagos.

Formas de vida: planctónica, epífita y metafítica. 

Referencias: Bourrelly, 1981; Ettl, 1978; Pascher et al., 1925; Starmach, 1968.

Tabla 2

Valores de variables fisicoquímicas obtenidos en campo en los 8 sitios de muestreo: 1) Huetzalín – PEX; 2) Mexcalpique – Cantera Oriente; 3) canal El Bordo – Xochimilco; 4) presa Ignacio Ramírez; 5) presa Requena; 6) Coatetelco; 7) El Rodeo; 8) Atlangatepec.

Variable y especie/ sitio	1	2	3	4	5	6	7	8	Distribución en México
Temperatura (°C)	24	16.4	15.4	24	19.4	32.8	29.9	26.1
pH	8.7	8.1	6.9	9.1	9.5	8	8.3	9.2
Conductividad (µS)	0	364	932	291	826	878	168	401
DO (mg/L)	6.19	7.12	0.22	10.6	5.26	5.06	5.78	8.25
Clorofila a (µg/L)	0.96	59.05	3.75	29.94	6.94	6.31	41.1	26.97
Stipitococcus capensis			x						CdMx, Oaxaca
Chloridella cystiformis	x	x							CdMx, Tabasco
Ellipsoidion oocystoides				x					Nuevo Registro
Monodus guttula		x							Nuevo Registro
Tetraplektron torsum							x		Michoacán, Yucatán.
Pseudogoniochloris tripus			x					x	Tabasco, Nayarit.
Isthmochloron lobulatum						x			Tabasco, Nayarit.
Pseudopolydriopsis skujae			x						Nuevo registro
Botrydiopsis arhiza		x							Jalisco
Tribonema minus		x				x			CdMx
Nannochloropsis limnetica		x							Nuevo registro
Characiopsis anabaenae					x				Nuevo registro
Goniochloris mutica	x		x					x	CdMx, Tabasco, Nayarit.
G. iyengarii			x			x		x	Tabasco
Pseudostaurastrum limneticum								x	Estado de México
Tetraedriella acuta			x						Tabasco
Trachydiscus minutus								x	Tabasco
T. lenticularis								x	Nuevo registro

Tabla 3

Valores de similitud (índice de Jaccard).

	1	2	3	4	5	6	7	8
1	1	0.16666667	0.14285714	0	0	0	0	0.14285714
2	0.16666667	1	0	0	0	0.14285714	0	0
3	0.14285714	0	1	0	0	0.125	0	0.33333333
4	0	0	0	1	0	0	0	0
5	0	0	0	0	1	0	0	0
6	0	0.14285714	0.125	0	0	1	0	0.125
7	0	0	0	0	0	0	1	0
8	0.14285714	0	0.33333333	0	0	0.125	0	1

Mischococcales F.E. Fritsch

Pleurochloridaceae Pascher 

Género Chloridella Pascher 

Chloridella cystiformis Pascher, 1937 (figs. 5, 6)

Células solitarias, generalmente esféricas con pared lisa a veces amarillenta y gruesa, 2-4 plastidios discoidales, parietales. Las células miden 4.8-9.3 µm de diámetro.

Distribución en México: Ciudad de México (Cantera Oriente, PEX), Tabasco. Mundial: Alemania, Brasil, España, Eslovaquia, EUA, Polonia, República Checa, Rusia y Ucrania. 

Ambientes: estanques y lagos. 

Forma de vida: metafítica. 

Referencias: Bicudo et al., 2006; Bourrelly, 1981; Ettl, 1978; Novelo et al., 2009; Pascher et al., 1925.

Nota: se encuentra en grandes cantidades en cuerpos de agua con un alto contenido de hierro y valores ácidos de pH (Ettl, 1978).

Ellipsoidion Pascher 

Ellipsoidion oocystoides Pascher, 1938 (figs. 7, 8)

Células elipsoidales con extremos redondeados, generalmente 1.5 veces más largas que anchas, pared celular lisa, un plastidio laminar parietal. Las células miden 5.8-6.5 µm de largo y 2.9-3.8 µm de ancho. 

Distribución en México: primer registro en Estado de México (presa Ignacio Ramírez) y México. Mundial: Alemania, Australia, Austria, Brasil, Corea del Norte, Eslovaquia, España, Islandia, Japón, República Checa, Rumania, Rusia y Tayikistán.

Ambientes: lagos y suelos.

Formas de vida: metafítica, edáfica.

Nota: común en aguas y suelos ácidos (Ettl, 1978).

Referencias: Bourrelly 1981; Ettl, 1978; Starmach, 1968.

Monodus Chodat 

Monodus guttula Pascher, 1938 (figs. 9-11)

Células solitarias globosas u ovadas, puntiagudas en un extremo, ligeramente curvas, pared lisa y delgada, un plastidio laminar parietal. Las células miden 3.8-4.9 µm de largo y 2.2-2.9 µm de ancho.

Distribución en México: primer registro en Ciudad de México (Cantera Oriente). Mundial: Alemania, Bulgaria, Eslovaquia, España, Islas Shetland del Sur, Moldavia, República Checa, Rumania y Rusia.

Ambientes: lagos. 

Formas de vida: metafítica.

Nota: se encuentran en lugares húmedos y zanjas en las cordilleras entre Alemania y la República Checa (Ettl, 1978). 

Referencia: Bourrelly, 1981; Ettl, 1978; Pascher et al., 1925, Starmach, 1968.

Tetraplektron Fott 

Tetraplektron torsum (Turner) Dedusenko Ščegoleva, 1962 (fig. 12) 

Células solitarias, tetraédricas aplanadas, cada lado termina en una espina, un lado enmascara otro, pared celular lisa y gruesa, varios plastidios discoidales. Las células miden 44.2- 46.6 µm de largo y 22.1-22.9 µm de ancho.

Distribución en México: Morelos (El Rodeo), Michoacán y Yucatán. Mundial: Alemania, Australia, Bangladesh, Brasil, Costa de Marfil, EUA, Italia, Myanmar, Países Bajos, Paraguay, Suecia y Ucrania.

Ambientes: lagos.

Formas de vida: Planctónica, perifítica y metafítica.

Referencias: Bourrelly, 1981; Ettl, 1978; Islam e Irfanullah, 2001; John et al., 2002; Starmach, 1968. 

Pseudogoniochloris (Pascher) Krienitz, Hegewald, Reymond et Peschke

Pseudogoniochloris tripus (Pascher) Krienitz, Hegewald, Reymonds et Peschke, 1993 (fig. 13).

Células triangulares irregulares (ligeramente torcidas) con bordes agudos, lados cóncavos, pared celular lisa o ligeramente ornamentada, 3-5 plastidios (puede haber más) discoidales, parietales. Las células miden 19.5-28.3 µm por lado. 

Distribución en México: Ciudad de México (Xochimilco), Tlaxcala (Atlangatepec), Tabasco y Nayarit. Mundial: Alemania, Argentina, Australia, Austria, Bangladesh, Bélgica, Bielorrusia, Botsuana, Brasil, China, Eslovaquia, EUA, Estonia, Francia, India, Irlanda, Israel, Japón, Países Bajos, Paraguay, Reino Unido, República Checa, Rumania, Rusia, Suecia, Sudáfrica, Turquía y Ucrania.

Ambientes: lagos.

Formas de vida: planctónica y metafítica.

Referencias: Bicudo et al., 2006; Bourrelly 1952, 1981; Ettl, 1978; Krienitz et al., 1993; Starmach, 1968.

Isthmochloron Skuja 

Isthmochloron lobulatum (Nägeli) Skuja, 1948 (fig. 14)

Células solitarias, cuadrangulares con lados cóncavos que se dividen dicotómicamente al final, pared celular lisa, varios plastidios discoidales, parietales. Las células miden 7.8-11.7 en la parte central, sin brazos y miden 28.2-34.7 µm de cada lado con brazos. 

Distribución en México: Morelos (Coatetelco), Tabasco y Nayarit. Mundial: en los 5 continentes. 

Ambientes: lagos.

Formas de vida: metafítica y planctónica.

Referencias: Bicudo et al., 2006; Bourrelly 1952, 1981; Ettl, 1978; John et al., 2002; Starmach, 1968.

Pseudopolyedriopsis Gollerbach

Pseudopolyedriopsis skujae Gollerbach, 1962 (fig. 15)

Células solitarias, aplanadas con 5 proyecciones angulosas, pared celular gruesa, ornamentación muy fina, varios plastidios discoidales parietales. Las células miden 9.3-17.1 µm de cada lado. Presentan 2-4 espinas de 13.2-18.6 µm en cada proyección.

Distribución en México: primer registro en México, Ciudad de México (Xochimilco). Mundial: Alemania, Australia, Bélgica, Bielorrusia, Brasil, EUA, Estonia, Francia, Países Bajos y Suecia.

Ambientes: lagos.

Formas de vida: metafítica.

Nota: los ejemplares observados sólo presentan espinas en campo, no en los cultivos.

Referencias: Bicudo et al., 2006; Bourrelly, 1981; Ettl, 1978; Hollerbach, 1962; Starmach, 1968. 

Botrydiopsidaceae D.J. Hibberd

Botrydiopsis Borzì 

Botrydiopsis arhiza Borzì, 1895 (figs. 16-18)

Células esféricas, generalmente en grupos unidos por mucílago incoloro o pardo, pared celular gruesa a muy gruesa, varios plastidios discoidales o rectangulares. Las células miden 13.6-23.5 µm de diámetro.

Distribución en México: Ciudad de México (Cantera Oriente), Jalisco. Mundial: EUA, Japón, India, Países Bajos, Portugal, Reino Unido, Rusia, Suecia y Ucrania.

Ambientes: suelos, lagos, arenas y charcos.

Formas de vida: edáfica, planctónica y metafítica.

Referencias: Bourrelly, 1981; Ettl, 1978; John et al., 2002; Novelo et al., 2009; Pascher et al., 1925; Starmach, 1968.

Tribonematales Pascher

Tribonemataceae Pascher

Tribonema Derbès et Solier

Tribonema minus Wille (Hazen), 1902 (fig. 19)

Filamentos uniseriados, cortos, rectos o curvos. Células cilíndricas con septos definidos y sin constricción, pared celular lisa, 2 a 3 plastidios laminares, parietales. Las células miden 4.4-5.9 µm de ancho y 17.5-26.3 µm de largo. 

Distribución en México: Ciudad de México (Cantera Oriente). Mundial: Alemania, Arabia Saudita, Austria, Brasil, Canadá, España, EUA, Estonia, Grecia, Hungría, Nigeria, Países Bajos, Polonia, Reino Unido, Suecia, Ucrania y Uzbekistán. 

Ambientes: ríos, arroyos, lagos, humedales, charcos, estanques, embalses y turberas.

Formas de vida: bentónica, metafítica, planctónica.

Referencias: Bicudo et al., 2006; Bourrelly, 1981; Ettl, 1978; Ettl y Gärtner, 1995; John et al., 2002; Starmach, 1968.

Eustigmatophyceae D.J. Hibberd et Leedale

Eustigmatales D.J. Hibberd

Monodopsidaceae D.J. Hibberd

Nannochloropsis D.J. Hibberd

Nannochloropsis limnetica Krienitz, Hepperle, Stich et Weiler, 2000 (figs. 20, 21)

Células esféricas, ovaladas o en forma de gota, pared celular lisa, 1-2 plastidios discoidales, parietales. Las células miden 3.1-3.4 µm de diámetro. 

Distribución en México: Ciudad de México (Cantera Oriente). Mundial: Alemania, Canadá, China, Curazao, Dinamarca, Eslovenia, EUA, Finlandia, Francia, Grecia, Israel, Noruega, Polonia, Reino Unido, Rusia y Suecia.

Ambientes: lagos.

Forma de vida: metafítica.

Referencias: Krienitz et al., 2000.

Characiopsidaceae Pascher

Characiopsis Borzì 

Characiopsis anabaenae Pascher, 1938 (figs. 22, 23)

Células solitarias, pequeñas, fusiformes, con un lado más convexo que el otro, terminación aguda de un extremo en donde se encuentra el disco basal, pared celular lisa, 2 plastidios laminares. Las células miden 10.7-18.6 µm de largo y 2.0-5.9 µm de ancho.

Distribución en México: primer registro en México, Hidalgo (Presa Requena). Mundial: Afganistán, Alemania, Brasil, Países Bajos, Portugal, Rumania, Rusia y Ucrania.

Ambientes: lagos. 

Forma de vida: metafítica.

Referencias: Bicudo et al., 2006; Bourrelly, 1981; Ettl, 1978; Ettl y Gärtner, 1995; Starmach, 1968.

Goniochloridales K.P. Fawley, M. Eliás et M.W. Fawley

Goniochloridaceae

Goniochloris Pascher

Goniochloris mutica (A. Braun) Fott, 1960 (fig. 24)

Células solitarias, triangulares regulares con bordes redondeados, lados cóncavos, pared celular ornamentada con pequeñas verrugas, 2-3 plastidios discoidales. Las células miden 5.8-9.8 µm de cada lado. 

Distribución en México: Ciudad de México (Xochimilco), Tlaxcala (Atlangatepec), Tabasco y Nayarit. Mundial: Alemania, Australia, Argentina, Bangladesh, Bélgica, Bielorrusia, Botswana, Brasil, Burindi, Canadá, China, Costa de Marfil, Eslovaquia, España, EUA, Estonia, Francia, India, Irak, Irán, Israel, Italia, Niger, Nueva Zelanda, Países Bajos, Portugal, Reino Unido, República Checa, Rumania, Rusia, Sudán, Suecia, Taiwán, Tayjikistán, Turquía y Ucrania. 

Ambientes: humedales y lagos. 

Formas de vida: planctónica y metafítica. 

Referencias: Bicudo et al., 2006; Bourrelly 1952, 1981; Ettl, 1978; John et al., 2002; Starmach, 1968.

Goniochloris iyengarii (Ramanathan) Ettl, 1977 (fig. 25)

Células solitarias, triangulares con terminaciones agudas, lados ligeramente cóncavos, pared celular gruesa con ornamentación escrobiculada, varios plastidios discoidales, parietales. Las células miden 22.3-26.4 µm de cada lado. 

Distribución en México: Ciudad de México (Xochimilco), Morelos (Coatetelco), Tlaxcala (Atlangatepec), Tabasco. Mundial: Alemania, Brasil, Francia (Guadaloupe), India y Países Bajos. 

Ambientes: charcos y lagos. 

Formas de vida: metafítica.

Referencias: Bourrelly 1981; Ettl, 1978; John et al., 2002; Starmach, 1968.

Pseudostaurastrum Chodat

Pseudostaurastrum limneticum (Borge) Guiry, 2021 (fig. 26)

Células solitarias, tetraédricas con cuerpo central ligeramente amplio que termina en 4 brazos radiados, bifurcados en los extremos, pared celular lisa y gruesa, varios plastidios discoidales y parietales. Las células miden 29.3-34.9 µm de cada lado. 

Distribución en México: Tlaxcala (Atlangatepec) y Estado de México. Mundial: Alemania, Argentina, Australia, Bangladesh, Bioelorrusia, Brasil, Canadá, China, Cuba, España, EUA, Estonia, India, Irak, Irlanda, Israel, Japón, Latvia, Mianmar, Nueva Zelanda, Países Bajos, Paquistán, Portugal, Reino Unido, República Checa, Rumania, Rusia, Sudán, Suecia, Taiwán, Turquía, Ucrania y Venezuela.

Ambientes: lagos. 

Formas de vida: planctónica y metafítica. 

Referencias: Bourrelly, 1981; Ettl, 1978; John et al., 2002; Starmach, 1968.

Tetraedriella Pascher 

Tetraedriella acuta Pascher, 1930 (fig. 27)

Células solitarias, tetraédricas, con lados convexos y bordes ligeramente afilados, pared celular gruesa ornamentada en forma de panal con bordes aún más engrosados, 4 plastidios discoidales. Las células miden 10.3-13.7 µm de cada lado. 

Distribución en México: Tabasco y Ciudad de México (Xochimilco). Mundial: Alemania, Brasil, Bulgaria, Costa de Marfil, España, Estonia, Francia, Países Bajos y República Checa. 

Ambientes: lagos. 

Formas de vida: metafítica. 

Nota: valores ácidos de pH (Ettl, 1978). 

Referencias; Bourrelly, 1981; Ettl, 1978; Starmach, 1968. 

Trachydiscus Ettl 

Trachydiscus minutus (Bourrelly) Ettl, 1964 (fig. 28)

Células solitarias, pentagonales redondeadas en los ángulos, pared celular delicadamente ornamentada, 4 a 5 plastidios discoidales. Las células miden 6.8-9.8 µm de diámetro.

Distribución en México: Tlaxcala (Atlangatepec) y Tabasco. Mundial: Argentina, Australia, Bélgica, Bulgaria, Canadá, China, Colombia, Corea del Sur, EUA, Finlandia, Francia, Grecia, Polonia, Reino Unido, República Checa, Suecia, Turquía y Ucrania.

Ambientes: estanques, lagos. 

Formas de vida: planctónica, metafítica.

Referencias: Bourrelly 1952, 1981; Ettl, 1978; Starmach, 1968.

Trachydiscus lenticularis Ettl, 1964 (fig. 29)

Células solitarias, lenticulares, biconvexas, pared celular ornamentada con verrugas pequeñas, 3 plastos discoidales. Las células miden 8.6-9.8 µm de diámetro.

Distribución en México: primer registro en México, Tlaxcala (Atlangatepec). Mundial: Alemania, Bélgica, España, Francia, Irlanda, Países Bajos, República Checa y Reino Unido. 

Ambientes: estanques, lagos. 

Formas de vida: planctónica, metafítica.

Referencias: Bourrelly 1952, 1981; Ettl, 1978; Starmach, 1968. 

Discusión 

Los registros previos de especies de las Xanthophyceae y Eustigmatophyceae en los sitios seleccionados de la región central de México se muestran en la tabla 4. En la Ciudad de México, de las 8 especies registradas, confirmamos la presencia actual de 3 de ellas, Botrydiopsis arhiza, Chloridella cystiformis y Tribonema minus. B. arhiza ha sido reportada en 3 trabajos, el primero, en el catálogo de algas de Ortega (1984); el segundo, como un taxón a comparar que se encuentra por periodos en distintos cuerpos de agua siendo parte de distintas comunidades: fitoplancton, metafiton y perifiton (Novelo et al., 2009); nosotros la encontramos en un cuerpo de agua estancado dentro de la Cantera Oriente, en octubre, formando un crecimiento evidente en la superficie casi monoespecífico de fitoplancton; el tercer registro, menciona la especie como parte de las algas de la cuenca de la ciudad (Figueroa, 2009). Previamente registrada en EUA, varios países de Europa, Rusia, Japón e India.

C. cystiformis fue registrada por primera vez en la Cantera Oriente como una especie de ambientes templados y ácidos (Novelo et al., 2009); en este trabajo se registra en el mismo sitio, lago Mexcalpique, en el metafiton, corroborando su presencia y crecimiento en la misma comunidad, sin embargo, las condiciones no son similares pues los valores de pH no son ácidos (como se ha registrado previamente en localidades de Europa), sino básicos en el sitio donde la observamos (tabla 2), además también la encontramos en el lago Huetzalín (PEX) y en sitios con valores de pH básico.

En el caso de T. minus, se ha reportado en más ocasiones, ejemplo de la desigualdad de trabajos que registran especies de mayor talla, en este caso filamentosas que especies unicelulares, en canales de Xochimilco (Figueroa, 2009; Figueroa et al., 2015; Flores, 1980; González-Barrera, 1991) y en Cantera Oriente (Ponce et al., 2019). Esta especie ha sido registrada previamente en localidades frías de Europa, pero también en templadas o cálidas como EUA y Brasil. 

Como nuevos registros de la Ciudad de México se tienen a Monodus guttula y Pseudopolydriopsis skujae. La primera descrita para el lago Mexcalpique en la Cantera Oriente, con registros previos en Europa y la segunda para el canal El Bordo en Xochimilco, presente en Europa y en Brasil. Por último, algunos registros que no estaban reportados en las zonas seleccionadas, pero sí en el país son: Stipitococcus capensis, en el Bordo, en Xochimilco, con registros en Europa, Norteamérica y Asia, en México se había descrito en Oaxaca. Pseudogoniochloris tripus, previamente registrado en Tabasco (Agredano, 2019; Mireles, 2019; Pedraza, 2020) y Nayarit (Ochoa, 2023), de amplia distribución mundial, se encontró en el canal Bordo; Nannochloropsis limnetica, se registra en el lago Mexcalpique, es una especie que ha proliferado en muchos ambientes en el mundo, ahora como primer registro en Cantera Oriente. En el lago Huetzalín, se observaron en el metafiton a Goniochloris mutica, con registros previos en los canales de Xochimilco (Tavera y Diez, 2009), Tabasco (Mireles, 2019) y Nayarit (Ochoa, 2023) y amplia distribución mundial; así como a G. iyengarii con registro anterior en Tabasco (Mireles, 2019) y con poca distribución mundial; y a Tetraedriella acuta, con registro previo en Tabasco (Mireles, 2019), en Europa y Brasil. 

Tabla 4

Especies registradas previamente en las zonas de la región central de México.

Estado (número de especies registradas)	Especie	Referencias
CdMx (8)	Botrydiopsis arhiza Borzì	Ortega, 1984  Novelo et al., 2009 Figueroa, 2009
	Characiopsis naegelii (A. Braun) Lemmermann	Ortega, 1984,  Figueroa, 2009
Tabla 4. Continúa
Estado (número de especies registradas)	Especie	Referencias
	Chloridella cystiformis Pascher	Novelo et al., 2009
	Dichotomosiphon tuberosus (A. Braun) Ernest	Figueroa, 2009  Cantoral et al., 1999
	Ducelleria chodatii (Ducellier) Teiling	Godínez-Ortega et al., 2017
	Gloeobotrys limneticus (G.M. Smith) Pascher	Ortega, 1984  Figueroa, 2009
	Ophiocytium capitatum Wolle	Figueroa et al., 2015 Figueroa, 2009 Flores-Granados, 1980
	Tribonema minus (Wille) Hazen	Figueroa, 2009  Flores-Granados, 1980  González-Barrera, 1991  Figueroa et al., 2015  Ponce et al., 2019
Estado de México (10)	Bumilleriopsis brevis (Gerenck) Printz	Moreno y Palacios, 1987
	Characiopsis longipes (Rabenhorst) Borzì	Banderas-Tarabay, 1994 Banderas-Tarabay, 1997
	Chlorocloster pyreniger Pascher	Favari et al., 2002
	Ophiocytium capitatum Wolle	Chávez et al., 2005
	O. cochleare (Eichwald) A. Braun	Mendoza, 1985  Ortega, 1984 Chávez et al., 2005 Figueroa, 2009
	O. lagerheimii Lemmermann	Chávez et al., 2005
	O. majus Nägeli	Chávez et al., 2005
	O. parvulum (Perty) A. Braun	Zariñana-Leguízamo, 1997  Chávez et al., 2005
	Vaucheria bursata (O.F. Müller) C. Agardh	Bojorge et al., 2010 Ramírez, 2010  Rodríguez-Flores, 2014  Rodríguez-Flores y Carmona, 2018
	V. geminata (Vaucher) de Candolle	Ortega, 1984  Mendoza, 1985  Figueroa, 2009  Garduño-Solórzano et al., 2009 Ceballos et al., 2009
Morelos (3)	Ophiocytium capitatum Wolle	Flórez, 2011
	Tribonema bombycinum (C.A. Agardh) Derbés et Solier	García-Rodríguez y Tavera, 1998  Quiroz-Castelán et al., 2007  García-Rodríguez, 2004
	Vaucheria sessilis f. clavata (De Candolle) Heering	Valadez-Cruz et al., 1996 Valadez-Cruz, 1998
	Ducelleria chodatii (Ducellier) Teiling	Godínez-Ortega et al., 2017

De los registros en el Estado de México (10) no corroboramos ninguna de las especies de la tabla 4. Favari et al. (2002) reportan para la presa Ignacio Ramírez a Chlorocloster pyreniger, en este estudio con la observación de material de campo tanto vivo como fijado, no se corroboró su presencia. En el caso de Ellipsoidion oocystoides, se registra por primera vez en el país, con reportes previos en zona templada de Europa, Japón y zonas tropicales como Brasil, Australia y Nueva Zelanda. 

Para la presa Requena, Hidalgo, no existían registros publicados sobre este grupo de algas, en la revisión de las muestras de este estudio encontramos a Characiopsis anabaenae, primer registro para México, previamente descrito en Europa, Asia y Brasil.

En Morelos, los 4 registros previos de algas doradas no se corroboraron, incluso en el sitio que visitamos, El Rodeo. En el lago Coatetelco identificamos Goniochloris mutica (mencionada para Huetzalín) e Isthmochloron lobulatum que ya tenía registros previos en Tabasco (Mireles, 2019) y Nayarit (Ochoa, 2023) y con amplia distribución mundial. En el lago El Rodeo, también identificamos a I. lobulatum y Tetraplektron torsum, esta última se había registrado en Michoacán (Martínez, 2016) y Yucatán (López-Adrián y Catzim, 2010), en parte de Europa, Sudamérica y Asia. Pseudostaurastrum limneticum, previamente registrada en el Estado de México (Jiménez, 2010) y con amplia distribución mundial.

En Tlaxcala, en el lago Atlangatepec, identificamos 6 especies: Pseudogoniochloris tripus, Goniochloris mutica, G. iyengarii, Pseudostaurastrum limneticum, Trachydiscus minutus y T. lenticularis. T. minutus, con registro previo en Tabasco (Pedraza, 2020), Europa y Argentina, muy escasos son los trabajos con esta especie. Mientras, que T. lenticularis, es primer registro en México y solo se ha reportado en ambientes fríos de Europa, Alemania, Bélgica, España, Francia, Irlanda, Países Bajos, República Checa y Reino Unido (Ettl, 1978; Starmach, 1968).

En relación con los sitios de muestreo y las variables ambientales, el dendrograma obtenido muestra que los sitios más parecidos son: Mexcalpique, presa Ignacio Ramírez y Atlangatepec (localidades 2, 4 y 8, respectivamente), esto resulta así pues los valores ambientales son cercanos en 3 variables, conductividad, oxígeno disuelto y concentración de clorofila a. Los sitios: Huetzalín y El Rodeo (1 y 7, respectivamente) presentan valores cercanos de pH y de oxígeno disuelto. Finalmente, el último grupo, Bordo, presa Requena y Coatetelco (3, 5 y 6 respectivamente), presentan valores cercanos de conductividad y de concentración de clorofila a. 

La distribución de las especies utilizando una matriz de presencia/ausencia y aplicando el índice de Jaccard, dio como resultado valores entre 0 y 0.33, estos valores indican una similitud de especies nula o baja entre los sitios (Magurran, 2004). Huetzalín (1) muestra valores 0 con la presa Ignacio Ramírez (4), Presa Requena (5), Coatetelco (6) y El Rodeo (7), un valor de 0.14286 con los lagos El Bordo (3) y Atlangatepec (8) y un valor de 0.167 con Mexcalpique, esto indica una similitud bastante baja, pues solo comparten una especie (Goniochloris mutica) y la mayoría de las especies son diferentes entre sitios. Los valores 0, nos indican que los elementos son 100% diferentes, mientras que en los otros sitios son casi 90% diferentes. Los sitios que muestran los valores más altos (0.334) son El Bordo (3) y Atlangatepec (8), esto es debido a que comparten la presencia de 3 especies (Pseudogoniochloris tripus, Goniochloris mutica y Goniochloris iyengarii). La presencia de especies en cada sitio prácticamente es única, esto se explica por la variación en las condiciones ambientales que pueden limitar el crecimiento de algunas especies y la distancia entre los sitios es lo suficiente para no compartir especies (Magurran, 2004). 

Se esperaba que los grupos que se formaron en el dendrograma coincidieran con los sitios con más similitud con la presencia de especies, sin embargo, no ocurrió, lo que nos indica que son conjuntos casi únicos (Real y Vargas, 1996). 

Todas las algas son un reto en su identificación, las algas doradas presentadas en este trabajo son un ejemplo de la diversidad que aún desconocemos en distintos sitios del país, seguir estudiando la flora dorada es indispensable en el avance de una solución taxonómica, en un contexto integral. 

Agradecimientos

Al Posgrado en Ciencias del Mar y Limnología, UNAM, por los estudios dirigidos a la obtención del grado de Doctor. Al apoyo recibido de Conahcyt (beca con clave 2020-000026-02NACF). A Guadalupe Vidal Gaona por su apoyo en el laboratorio y en campo. A Beatriz Lira Hernández por su apoyo en campo. A Silvia Espinosa Matías de la Facultad de Ciencias por el procesamiento de muestras y obtención de imágenes con el microscopio electrónico de barrido Jeol JSM-5310LV. A María Berenit Mendoza Garfias del Laboratorio Nacional de Biodiversidad del Instituto de Biología por su servicio en el procesamiento de muestra y obtención de imágenes con el microscopio electrónico de barrido Hitachi SU1510. A los revisores, que nos dieron sugerencias para mejorar el manuscrito.

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